© Copyright by Wydawnictwo Naukowe PWN S.A., Warszawa 2025

Wszystkie prawa zastrzeżone.

Przedruk i reprodukcja w jakiejkolwiek postaci całości bądź części książki bez pisemnej zgody wydawcy są zabronione.

Autorzy i Wydawnictwo dołożyli wszelkich starań, aby wybór i dawkowanie leków w tym opracowaniu były zgodne z aktualnymi wskazaniami i praktyką kliniczną. Mimo to, ze względu na stan wiedzy, zmiany regulacji prawnych i nieprzerwany napływ nowych wyników badań dotyczących podstawowych i niepożądanych działań leków, Czytelnik musi brać pod uwagę informacje zawarte w ulotce dołączonej do każdego opakowania, aby nie przeoczyć ewentualnych zmian we wskazaniach i dawkowaniu. Dotyczy to także specjalnych ostrzeżeń i środków ostrożności. Należy o tym pamiętać, zwłaszcza w przypadku nowych lub rzadko stosowanych substancji.

Recenzent: prof. dr hab. n. med. i n. o zdr. Monika Czerwińska

Wydawca: Anna Plewa

Redaktor prowadzący: Barbara Nowak-Pacholczak

Redaktor merytoryczny: Barbara Staśkiewicz

Producent: Marta Kubica

Autor rycin do rozdziałów 1, 2.5, 4, 5, 6, 7, 8, 9: dr hab. Wirginia Krzyściak

Autor rycin do rozdziału 2: dr Marcin Magacz

Autor ryciny 8.1: dr n. med. Joanna Tisończyk

Projekt okładki i stron tytułowych: Przemysław Spiechowski

Zdjęcie na okładkę: Dojo Trini/Shutterstock.com

eBook został przygotowany na podstawie wydania papierowego z 2025 r. (Wydanie I)

Warszawa 2025

PZWL Wydawnictwo Lekarskie

ISBN 978-83-01-24583-2

Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.

ul. G. Daimlera 2

02-460 Warszawa

pwn.pl

nursing.com.pl

Księgarnia wysyłkowa:

tel. 42 680 44 88; infolinia: 801 33 33 88

e-mail: wysylkowa@pzwl.pl

Skład wersji elektronicznej na zlecenie Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.:
Michał Latusek

Informacje w sprawie współpracy reklamowej: BR.PZWL@pwn.pl

AUTORZY

Dr hab. n. farm. Beata Bystrowska

Zakład Toksykologii, Katedra Toksykologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Ewa Gomółka

Pracownia Informacji Toksykologicznej i Analiz Laboratoryjnych, Katedra Toksykologii i Chorób Środowiskowych, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Pracownia Toksykologii, Zakład Diagnostyki Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr n. med. Zofia Guła

Klinika Reumatologii i Immunologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Oddział Kliniczny Reumatologii, Immunologii i Chorób Wewnętrznych Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr n. med. inż. Bogumiła Hajdrowska

NZOZ Centralne Laboratorium Sp. z o.o. w Bytomiu

Dr n. med. Jarosław Janeczko

Parens Centrum Leczenia Niepłodności w Krakowie

Dr hab. n. med. Mariusz Korkosz

Klinika Reumatologii i Immunologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Oddział Kliniczny Reumatologii, Immunologii i Chorób Wewnętrznych Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr n. med. Dorota Kościelniak

Katedra Stomatologii Wieku Rozwojowego, Instytut Stomatologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Poradnia Stomatologii Dziecięcej, Uniwersytecka Klinika Stomatologiczna w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Katarzyna Krzanowska

Katedra i Klinika Nefrologii i Transplantologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Oddział Kliniczny Nefrologii, Dializoterapii i Transplantologii Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr hab. n. farm. Wirginia Krzyściak

Zakład Diagnostyki Medycznej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Anna Lizoń

Zakład Diagnostyki Medycznej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. farm. Marcin Magacz

Zakład Diagnostyki Medycznej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Paulina Mazur

Zakład Diagnostyki Medycznej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Mgr Andrzej Panek

Diagnostyka S.A. w Krakowie

Dr n. med. Monika Pomorska-Wesołowska

KORLAB Laboratoria Medyczne w Rudzie Śląskiej

Dr n. med. Sebastian Rojek

Katedra Medycyny Sądowej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Anna Skalniak

Centrum Rozwoju Terapii Chorób Cywilizacyjnych i Związanych z Wiekiem, Laboratorium Bioinżynierii i Obrazowania Komórek, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr hab. n. med. Katarzyna Szczeklik

Katedra Stomatologii Zintegrowanej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Joanna Tisończyk

Zakład Diagnostyki Medycznej, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Małgorzata Trofimiuk-Müldner

Katedra i Klinika Endokrynologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Oddział Kliniczny Endokrynologii, Endokrynologii Onkologicznej, Medycyny Nuklearnej i Chorób Wewnętrznych Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Małgorzata Zwolińska-Wcisło

Katedra Gastroenterologii i Hepatologii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie
Oddział Kliniczny Gastroenterologii, Hepatologii, Toksykologii i Chorób Wewnętrznych Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

PRZEDMOWA

Niniejszy podręcznik, poświęcony praktycznym aspektom medycyny laboratoryjnej, został opracowany z myślą o studentach kierunków medycznych, takich jak: kierunek lekarski, lekarsko-dentystyczny, analityka medyczna czy pielęgniarstwo. Jego celem jest wsparcie procesu kształcenia przyszłych lekarzy, lekarzy dentystów, diagnostów laboratoryjnych oraz pielęgniarek.

Szczególny nacisk położono na praktyczne wykorzystanie nowoczesnych metod analitycznych w badaniu wybranych materiałów biologicznych, w warunkach odzwierciedlających codzienną praktykę kliniczną. Przedstawiono nie tylko aktualne rekomendacje dotyczące poszczególnych etapów procesu analitycznego, lecz także interpretację wyników oraz ich znaczenie kliniczne. Zawarta w podręczniku wiedza ma na celu poszerzenie kompetencji zawodowych oraz wspieranie indywidualnego i świadomego podejścia do diagnostyki i terapii pacjenta.

Rozdziały opracowano w interdyscyplinarnych zespołach złożonych z diagnostów laboratoryjnych oraz lekarzy różnych specjalności. Dzięki tej współpracy powstał materiał odpowiadający wymaganiom nowoczesnej edukacji medycznej, z uwzględnieniem kompetencji w zakresie komunikacji z pacjentem oraz pracy zespołowej w środowisku opieki zdrowotnej.

Struktura podręcznika i treść rozdziałów

Podręcznik prezentuje aktualną wiedzę z zakresu medycyny laboratoryjnej, wzbogaconą o omówienie rzadziej analizowanych, lecz coraz bardziej istotnych materiałów biologicznych, takich jak ślina, płyn stawowy, kał, włosy czy nasienie.

W celu zwiększenia użyteczności publikacji w kontekście nauczania symulacyjnego i przygotowania do pracy zawodowej wprowadzono między innymi następujące elementy:

• Zasady zlecania, wykonywania i dokumentowania badań.

• Kluczowe terminy.

• Pytania badawcze wraz z odpowiedziami.

• Przypadki diagnostyczne z omówieniem zamieszczonym na końcu podręcznika.

Szczegółowo omówiono różne materiały biologiczne, ze szczególnym uwzględnieniem automatyzacji badań oraz związanych z nią wyzwań. Treści zostały przedstawione w sposób uporządkowany i przystępny, wzbogacone o obszerny materiał graficzny – mikrofotografie, tabele i schematy – które ułatwiają zarówno zrozumienie, jak i zapamiętanie omawianych zagadnień.

Kolejne rozdziały prowadzą czytelnika przez wszystkie etapy pracy laboratoryjnej – od zasad bezpieczeństwa (rozdział 1), przez zagadnienia dotyczące fazy przedanalitycznej (rozdział 2), aż po proces zlecania i dokumentowania badań (rozdział 3). Rozdziały 4–9 przedstawiają podstawy fizjologii oraz cel i zasady badania kolejnych materiałów biologicznych: moczu, nasienia, śliny, włosów, płynu stawowego i kału.

Przedstawione informacje dotyczące badań analitycznych, w szczególności ich automatyzacji, odzwierciedlają stan wiedzy w momencie publikacji. Ze względu na dynamiczny rozwój technologii zaleca się regularne aktualizowanie wiedzy oraz bieżące śledzenie zaleceń producentów.

Serdecznie dziękujemy Recenzentom za cenne uwagi, które przyczyniły się do powstania i doskonalenia niniejszej publikacji. Wyrażamy nadzieję, że zawarte w niej treści okażą się pomocne zarówno w procesie edukacyjnym, jak i w codziennej praktyce klinicznej, wspierając wszystkich profesjonalistów związanych z medycyną laboratoryjną.

Szczególne wyrazy wdzięczności kierujemy do PZWL Wydawnictwa Lekarskiego za zrozumienie potrzeby stworzenia publikacji o praktycznym i interdyscyplinarnym charakterze oraz za zaangażowanie w jej wydanie.

Autorzy

Rozdział 1

Bezpieczeństwo pracy w laboratorium diagnostycznym

Paulina Mazur, Joanna Tisończyk, Marcin Magacz, Anna Lizoń, Wirginia Krzyściak

CELE EDUKACYJNE

Po przeczytaniu rozdziału czytelnik powinien potrafić:

• Wyjaśnić, za co odpowiadają laboratoria diagnostyczne w zakresie tworzenia i wprowadzania zasad oraz procedur dotyczących bezpieczeństwa i higieny pracy.

• Zidentyfikować i opisać sześć rodzajów zagrożeń, które mogą wystąpić w laboratorium diagnostycznym.

• Omówić, jak skutecznie zarządzać kwestiami bezpieczeństwa w laboratorium.

• Wyjaśnić standardowe środki ostrożności oraz właściwe sposoby utylizacji odpadów, które mogą zagrażać środowisku wodnemu.

1.1.
Przepisy regulujące bezpieczeństwo i higienę pracy w laboratorium diagnostycznym

Zasady bezpieczeństwa i higieny pracy w medycznym laboratorium diagnostycznym należy stosować zgodnie z obowiązującymi procedurami, aby chronić wszystkich uczestników opieki zdrowotnej – pracowników, pacjentów oraz osoby odwiedzające laboratorium.

Kluczowe jest rozpoznanie potencjalnych zagrożeń występujących w laboratorium i, w miarę możliwości, ich bieżąca identyfikacja. W tym celu stosuje się odpowiednie oznaczenia specjalistyczne, które umożliwiają ich jednoznaczne określenie. Pracownicy laboratorium powinni umieć rozpoznać wspólne symbole bezpieczeństwa (patrz dalej tab. 1.1). Aktualnie obowiązującym systemem oznakowania i klasyfikacji substancji niebezpiecznych na obszarze Unii Europejskiej jest system GHS (ang. Globally Harmonized System of Classification and Labelling of Chemicals) opracowany przez ONZ, a wprowadzony rozporządzeniem Parlamentu Europejskiego i Rady (WE) nr 1272/2008 z dnia 16 grudnia 2008 r. (w skrócie nazywanym rozporządzeniem CLP, z ang. Classification, Labelling and Packaging). Wprowadzenie tego standardu przyczyniło się do ujednolicenia oznakowania substancji niebezpiecznych niezależnie od ich pochodzenia, producenta czy dystrybutora. System ten zakłada informowanie o zagrożeniach poprzez umieszczenie na opakowaniach: hasła ostrzegawczego, kodów H i P oraz piktogramów wskazujących rodzaj zagrożenia.

Każdy zwrot wskazujący rodzaj zagrożenia oznaczony jest kodem rozpoczynającym się od litery H (ang. hazard statements), po której następują trzy cyfry: pierwsza z nich określa rodzaj zagrożenia (2 – zagrożenia fizyczne, 3 – zagrożenia dla zdrowia, 4 – zagrożenia dla środowiska), a kolejne dwie cyfry numer zagrożenia.

Kod H pełni wyłącznie funkcję referencyjną – na etykietach i w kartach charakterystyki powinna znajdować się odpowiadająca mu fraza ostrzegawcza, a nie sam numer kodu.

Hasłami ostrzegawczymi są „Niebezpieczeństwo” oraz „Uwaga”. Pierwsze z nich dotyczy substancji stwarzających duże ryzyko dla zdrowia czy środowiska. Drugie wskazuje na substancje stwarzające mniejsze zagrożenia.

Kody rozpoczynające się od litery P (ang. precautionary statements) wskazują na środki ostrożności, które należy zastosować przy pracy z daną substancją, i podobnie jak kody H są alfanumeryczne. Po literze P następują trzy cyfry. Pierwsza z nich oznacza rodzaj środka ostrożności, który należy stosować, posługując się daną substancją (1 – środki ogólne, 2 – zapobieganie, 3 – reagowanie, 4 – przechowywanie, 5 – usuwanie), a następne dwie są numerem kolejnym środka ostrożności. Dokładne znaczenia wszystkich zwrotów H i P można znaleźć w danych tabelarycznych, czy to bezpośrednio w rozporządzeniu CLP, czy w licznych opracowaniach dostępnych w internecie bądź w dokumentacji przechowywanej w każdym laboratorium pracującym z substancjami niebezpiecznymi.

W widocznym miejscu na opakowaniach substancji niebezpiecznych umieszczone są piktogramy. Pozwalają one w szybki sposób zidentyfikować ryzyko związane ze stosowaniem danego środka. Aktualnie obowiązujące piktogramy wraz z przypisaną klasą i kategorią zagrożenia umieszczono w tabeli 1.1.

Tabela 1.1.

Piktogramy substancji niebezpiecznych wraz z przypisaną klasą i kategorią zagrożenia

Piktogram

Klasa i kategoria zagrożenia

GHS01

wybuchająca bomba

• Niestabilne materiały wybuchowe.

• Materiały wybuchowe z podklas 1.1–1.4.

• Substancje i mieszaniny samoreaktywne typu A i B.

• Nadtlenki organiczne typu A i B.

GHS02

płomień

• Gazy łatwopalne, kategoria zagrożenia 1.

• Aerozole łatwopalne, kategorie zagrożeń 1, 2.

• Substancje ciekłe łatwopalne, kategorie zagrożeń 1, 2, 3.

• Substancje stałe łatwopalne, kategorie zagrożeń 1, 2.

• Substancje i mieszaniny samoreaktywne, typy B–F.

• Substancje ciekłe piroforyczne, kategoria zagrożenia 1.

• Substancje stałe piroforyczne, kategoria zagrożenia 1.

• Substancje i mieszaniny samonagrzewające się, kategorie zagrożeń 1, 2.

• Substancje i mieszaniny, które w kontakcie z wodą wydzielają gazy łatwopalne, kategorie zagrożeń 1, 2, 3.

• Nadtlenki organiczne, typy B–F.

GHS03

płomień nad okręgiem

• Gazy utleniające, kategoria zagrożenia 1.

• Substancje ciekłe utleniające, kategorie zagrożeń 1, 2, 3.

GHS04

butla gazowa

• Gazy pod ciśnieniem: sprężone, skroplone, skroplone schłodzone.

• Gazy rozpuszczone.

GHS05

działanie żrące

• Substancje korodujące metale, kategoria zagrożenia 1.

• Działanie żrące na skórę, kategorie zagrożeń 1A, 1B, 1C.

• Poważne uszkodzenie oczu, kategoria zagrożenia 1.

GHS06

czaszka i skrzyżowane piszczele

• Toksyczność ostra (droga pokarmowa, po naniesieniu na skórę, po narażeniu inhalacyjnym), kategorie zagrożeń 1, 2, 3.

GHS07

wykrzyknik

• Toksyczność ostra (droga pokarmowa, po naniesieniu na skórę, po narażeniu inhalacyjnym), kategoria zagrożenia 4.

• Działanie drażniące na skórę, kategoria zagrożenia 2.

• Działanie drażniące na oczy, kategoria zagrożenia 2.

• Działanie uczulające na skórę, kategoria zagrożenia 1.

• Działanie toksyczne na narządy docelowe – jednorazowe narażenie, kategoria zagrożenia 3.

• Działanie drażniące na drogi oddechowe.

• Skutek narkotyczny.

GHS08

zagrożenie dla zdrowia

• Działanie uczulające na drogi oddechowe, kategoria zagrożenia 1.

• Działanie mutagenne na komórki rozrodcze, kategorie zagrożeń 1A, 1B, 2.

• Rakotwórczość, kategorie zagrożeń 1A, 1B, 2.

• Działanie szkodliwe na rozrodczość, kategorie zagrożeń 1A, 1B, 2.

• Działanie toksyczne na narządy docelowe – jednorazowe narażenie, kategorie zagrożeń 1, 2.

• Działanie toksyczne na narządy docelowe – powtarzane narażenie, kategorie zagrożeń 1, 2.

• Zagrożenie spowodowane aspiracją, kategoria zagrożenia 1.

GHS09

środowisko

• Stwarzające zagrożenie dla środowiska wodnego.

• Zagrożenie ostre, kategoria zagrożenia 1.

• Zagrożenie przewlekłe, kategorie zagrożeń 1, 2.

Laboratoria są zobowiązane opracowywać własne zasady i instrukcje bezpieczeństwa dostępne dla całego personelu. Wyznaczony specjalista ds. bezpieczeństwa odpowiada za wdrażanie programu bezpieczeństwa w laboratorium. Osoba ta ponosi odpowiedzialność za zgodność tworzonych procedur z istniejącymi przepisami bezpieczeństwa i przestrzegania zasad bezpieczeństwa. Pracownicy laboratorium zgłaszają zdarzenia naruszające bezpieczeństwo osób w nim przebywających lub własne. Artykuł 234 Kodeksu pracy (Dz.U. 2023, poz. 1465) określa zobowiązanie pracodawcy do podjęcia działań ograniczających oraz eliminujących zagrożenia w miejscu pracy, zapewnienia udzielenia pierwszej pomocy poszkodowanym, ustalenia okoliczności wypadku oraz wdrożenia środków zapobiegających podobnym wypadkom w przyszłości. Dodatkowo pracodawca zobowiązany jest do prowadzenia rejestru wypadków przy pracy, przygotowywania i przechowywania protokołów powypadkowych oraz złożenia zawiadomienia o zaistniałym wypadku właściwemu okręgowemu inspektorowi pracy. Raport zgłaszania zdarzeń naruszających bezpieczeństwo w miejscu pracy opracowuje pracodawca. Zgłoszenie wypadku przy pracy wymaga dostarczenia następujących informacji: dane osoby poszkodowanej, status zatrudnienia, zawód i zajmowane stanowisko, staż pracy, data, godzina i miejsce zaistniałego wypadku, opis wypadku, świadkowie wypadku oraz dane osoby odpowiedzialnej za nadzór nad osobą poszkodowaną.

1.2.
Zagrożenia fizyczne

Podobnie jak w wielu środowiskach pracy, laboratorium zawiera szereg urządzeń mechanicznych, które mogą stanowić zagrożenie, jeśli działają nieprawidłowo lub są używane niewłaściwie. Zdrowy rozsądek nakazuje stosować środki ostrożności w laboratorium, takie jak: unikanie biegania lub pośpiechu, uważne poruszanie się zależnie od nawierzchni mokrej/suchej, unikanie zwisającej biżuterii, obsługiwanie sprzętu laboratoryjnego zgodnie z zaleceniami producenta i utrzymywanie porządku w miejscu pracy, pozostawiając je czystym. Ważne jest również, aby uzyskać wsparcie w przypadku podnoszenia ciężkich przedmiotów i pamiętać o zginaniu kolan podczas podnoszenia czegoś niewygodnego lub ciężkiego. Równie ważne wydaje się tworzenie przestrzeni roboczej, która będzie ergonomicznie przyjazna, aby uniknąć długoterminowych problemów zdrowotnych. Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Pracy i Polityki Socjalnej w sprawie ogólnych przepisów bezpieczeństwa i higieny pracy z dnia 26 września 1997 r. (Dz.U. 2003, nr 169, poz. 1650; Dz.U. 2021, poz. 2088) stanowiska pracy powinny zostać dostosowane do rodzaju wykonywanych na nich czynności, a wymiary ich wolnej powierzchni powinny zapewniać pracownikom swobodę ruchu. Przestrzeń robocza, na której istnieje ryzyko wystąpienia pożaru, wybuchu, rozrzucenia przedmiotów, upadków, a także narażenia na zadziałanie czynników szkodliwych lub niebezpiecznych dla zdrowia, powinna być zaopatrzona w urządzenia oraz materiały ochronne, jak również zabezpieczona przed rozprzestrzenianiem się danych substancji na inne stanowiska pracy. Na stanowiskach, w celu usprawnienia pracy oraz optymalizacji wysiłku, powinny znajdować się urządzenia umożliwiające składowanie narzędzi, przyrządów, materiałów oraz wyrobów niezbędnych do wykonywania danych czynności. Materiały i surowce oraz narzędzia w ilościach większych od aktualnych wymagań technologicznych na danym stanowisku pracy oraz odpady powinny być sukcesywnie usuwane, aby nie ograniczać wolnej przestrzeni roboczej pracownika. Bezpieczne i wygodne dojście powinno być zapewnione dla każdej przestrzeni roboczej, a w przypadku pracy stojącej pracownik powinien mieć zapewnioną w pobliżu przestrzeń do odpoczynku w pozycji siedzącej. Maszyny oraz urządzenia w miejscu pracy powinny zostać zainstalowane tak, aby zapewnić odpowiednią, bezpieczną przestrzeń pomiędzy częściami ruchomymi maszyny a elementami otoczenia.

W załączniku nr 2 do Rozporządzenia Ministra Rodziny, Pracy i Polityki Społecznej z dnia 12 czerwca 2018 r. w sprawie najwyższych dopuszczalnych stężeń i natężeń czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy (Dz.U. 2018, poz. 1286) wśród wykazu wartości najwyższych dopuszczalnych natężeń fizycznych czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy znalazły się: hałas, drgania, mikroklimat, promieniowanie optyczne oraz pole elektromagnetyczne.

Hałas w środowisku pracy charakteryzowany jest przez poziom ekspozycji w czasie 8-godzinnego dobowego wymiaru czasu pracy, odpowiadającą mu ekspozycję dzienną oraz tygodniową, a także maksymalny oraz szczytowy poziom dźwięku. Ekspozycja na hałas w czasie 8-godzinnego czasu pracy nie może przekraczać 85 dB, odpowiadająca mu ekspozycja dzienna – 3,64 × 10₃ Pa₂ × s, a tygodniowa – 18,2 × 10₃ Pa₂ × s. Maksymalny poziom dźwięku w miejscu pracy nie może przekraczać wartości 115 dB, a szczytowy – 135 dB. Hałas ultradźwiękowy charakteryzowany jest przez równoważne poziomy ciśnienia akustycznego w pasmach tercjowych, odniesione do 8-godzinnego lub tygodniowego czasu pracy, o częstotliwościach środkowych od 10 do 40 kHz, a także jako maksymalne poziomy ciśnienia akustycznego w pasmach tercjowych o częstotliwościach środkowych od 10 do 40 kHz. Dla podanych częstotliwości środkowych równoważny poziom ciśnienia akustycznego w miejscu pracy mieści się w zakresie od 80 do 110 dB, natomiast maksymalny poziom ciśnienia akustycznego – od 100 do 130 dB.

Drgania dzielone są na oddziałujące na organizm człowieka przez kończyny górne oraz wykazujące ogólne działanie na organizm człowieka. Wartość ekspozycji dziennej na drgania oddziałujące na organizm człowieka przez kończyny górne nie może przekraczać 2,8 m/s₂, natomiast wartość ekspozycji, która trwa 30 minut i krócej, nie może przekraczać 11,2 m/s₂. Wartość ekspozycji dziennej na drgania o ogólnym działaniu na organizm człowieka nie może przekraczać 0,8 m/s₂, natomiast wartość ekspozycji, która trwa 30 minut i krócej, nie może przekraczać 3,2 m/s₂.

Mikroklimat dzielony jest na gorący oraz zimny. Obciążenie termiczne w mikroklimacie gorącym określa się przy wykorzystaniu wskaźnika obciążenia termicznego (WBGT, ang. wet bub globe temperature), który przy 8-godzinnym dobowym wymiarze czasu pracy nie może przekraczać wartości dla pracy lekkiej i osób zaaklimatyzowanych w środowisku gorącym – 30°C, a dla osób niezaaklimatyzowanych w środowisku gorącym – 29°C. Dopuszczalne wychłodzenie ogólne organizmu w mikroklimacie zimnym określane jest przy użyciu wskaźników IREQmin i IREQneutral [m₂·K·W₋₁] [1], natomiast dopuszczalne wychłodzenie miejscowe organizmu określa wskaźnik tWC [°C], czyli temperatura chłodzenia powietrzem. Dopuszczalna wartość wskaźnika tWC dla ekspozycji ciągłej pracownika wynosi > –24, dla wartości tWC ≤ –59 ekspozycja pracownika jest zabroniona.

Promieniowanie optyczne – maksymalna dopuszczalna ekspozycja (MDE), czyli natężenie promieniowania, na które mogą być eksponowani pracownicy bez doznawania szkodliwych skutków zdrowotnych, uzależniona jest od długości fali promieniowania, czasu ekspozycji, rodzaju narażonego narządu oraz kąta widzenia źródła promieniowania. Zestawienie wartości MDE w zależności od rodzaju promieniowania, długości fal oraz czasu ekspozycji przedstawiono w tabeli 1.2.

Pole elektromagnetyczne oznacza obecność w miejscu pracy czynnika fizycznego w postaci pola lub promieniowania elektromagnetycznego o częstotliwości z zakresu 0–300 × 10₉ Hz. Wielkościami charakteryzującymi pole elektromagnetyczne jest natężenie pola elektrycznego, natężenie pola magnetycznego oraz częstotliwość. Dodatkowo ustala się limity interwencyjnych poziomów narażenia, które dzieli się na limity operacyjne oraz uzupełniające. Wartości limitu operacyjnego bazowego, rozumianego jako poziom natężenia pola elektrycznego dla częstotliwości od < 5 do 300 × 10₉ Hz, wynoszą od 6 × 10₄ do 60 V/m, natomiast dla pola magnetycznego mieszczą się w zakresie od 1,6 × 10₅ do 0,16 A/m.

Tabela 1.2.

Wartości maksymalnej dopuszczalnej ekspozycji (MDE) w zależności od rodzaju promieniowania, długości fal oraz czasu ekspozycji przy narażeniu na ekspozycję oka oraz skóry

Rodzaj promieniowania

Długość fali [nm]

Czas ekspozycji
[s]

Narażony narząd

Wartość MDE
[J m₋₂]

Nielaserowe

180–400

Całkowity

Oko, skóra

Hs = 30

Laserowe

180–400

Od < 2,6 × 10₋₉ do 10–3 × 10₄

Oko, skóra

Hs = 30–1 × 10₄

Hs – skuteczne napromienienie

1.3.
Zagrożenia promieniotwórcze

Laboratoria dokładają wszelkich starań, aby w miarę możliwości unikać stosowania substancji radioaktywnych. W laboratorium mogą pojawić się jednak osoby, które prowadzą badania z użyciem substancji radioaktywnych. Powinny być one wyposażone w plakietkę filmową lub dozymetr do monitorowania narażenia na promieniowanie. W miejscu pracy ze składnikami radioaktywnymi zastosowanie mają: ochrona barierowa i ograniczony czas, w którym osoby pracujące z substancjami radioaktywnymi przebywają.

Międzynarodowa Komisja Ochrony Radiologicznej wprowadziła przepisy, które regulują zarówno dostępne narażenie na promieniowanie jonizujące, jak i maksymalną dopuszczalną dawkę (MPD). MPD to górna granica dopuszczalnej dawki promieniowania, którą można otrzymać bez ryzyka wystąpienia znaczących skutków ubocznych. Na podstawie obowiązujących przepisów atomowych (Ustawa z dnia 29.11.2000 r. – Prawo atomowe, Dz.U. 2017, poz. 576) roczny limit dawki podawanej na całe ciało dla lekarzy ustalono na 20 mSv. W przypadku płodu maksymalna dopuszczalna dawka roczna wynosi 1 mSv, podobnie jak dla osób z ogólnej populacji. Przy wykorzystaniu odpowiednich technik i sprawnego sprzętu dawka promieniowania rozproszonego dla pacjenta i personelu medycznego powinna być mniejsza od powyższych dawek promieniowania. Ograniczenie ilości promieniowania wiąże się z właściwym doborem rodzaju badania i metody obrazowania, tak aby zminimalizować narażenie pacjenta i personelu.

1.4.
Zagrożenia elektryczne

Typowe laboratorium zawiera szeroką gamę sprzętu zasilanego elektrycznie, w tym: wirówki, mieszadła, wytrząsarki, płyty grzejne, zasilacze i sprzęt do elektroforezy. Wszystkie urządzenia elektryczne używane w warunkach laboratoryjnych stwarzają potencjalne ryzyko obrażeń u człowieka w wyniku porażenia prądem elektrycznym, pożaru na skutek źle zainstalowanego lub konserwowanego sprzętu oraz pożarów spowodowanych iskrami stanowiącymi źródło zapłonu materiałów łatwopalnych lub palnych. Szczególną ostrożność należy zachować w trakcie pracy ze sprzętem generującym wysokie napięcia bądź takim, gdzie prąd przykładany jest do roztworów wodnych (np. urządzenia do przeprowadzenia elektroforezy). W przypadku wymienionych sprzętów ryzyko porażenia prądem elektrycznym jest znacznie wyższe niż ryzyko pracy z urządzeniami, z którymi spotykamy się na co dzień.

Najczęstszym zagrożeniem elektrycznym jest porażenie prądem. Może ono wystąpić, gdy ciało człowieka staje się częścią obwodu elektrycznego, co prowadzi do przepływu przez nie prądu. Takie działanie bezpośrednie prądu może zakłócać funkcjonowanie układu nerwowego i powodować skurcze mięśni, zaburzenia oddychania, zaburzenia rytmu serca, zatrzymanie akcji serca, utratę przytomności, a także oparzenia skóry i wewnętrznych części ciała. Wywołane skutki bezpośredniego działania prądu elektrycznego są zależne od wielu czynników: rodzaju prądu zmiennego (w tym przemiennego) lub stałego, przyłożonego napięcia, częstotliwości (w przypadku prądu zmiennego), natężenia przepływającego prądu czy czasu jego oddziaływania. Działanie pośrednie prądu to działanie bez przepływu prądu przez organizm, które jest efektem zaistnienia łuku elektrycznego, a jego konsekwencją mogą być oparzenia lub zaburzenia wzroku. Porażenie prądem może być skutkiem wadliwej budowy urządzeń, kontaktu człowieka z nieizolowanymi przewodami lub braku uziemienia urządzeń elektrycznych. Praca w wilgotnym środowisku zwiększa ryzyko porażenia.

Kolejnym zagrożeniem są zwarcia i przeciążenia instalacji elektrycznej, które mogą prowadzić do przegrzewania się przewodów i w konsekwencji wywołać pożar lub wybuch. W pomieszczeniach, w których występują pary substancji łatwopalnych czy wybuchowych, instalacja elektryczna musi spełniać normy gazoszczelności. Jeśli do przechowywania łatwopalnych cieczy potrzebna jest lodówka lub zamrażarka, wymagane są urządzenia z naturalnym obiegiem powietrza i beziskrowym wnętrzem. Lodówki do użytku standardowego nie mogą być używane do przechowywania materiałów łatwopalnych.

Aby zminimalizować ryzyko związane z zagrożeniami elektrycznymi, należy przestrzegać wielu środków bezpieczeństwa. Należą do nich m.in. regularne kontrole oraz przeglądy sprzętu elektrycznego i instalacji elektrycznej. Wykwalifikowany personel powinien sprawdzać przewody, gniazdka i urządzenia pod kątem uszkodzeń tak, aby zapewnić, że wszystkie te elementy są w dobrym stanie technicznym. Pracownicy laboratorium powinni być odpowiednio przeszkoleni w zakresie bezpiecznego obchodzenia się z urządzeniami elektrycznymi. W przypadku uszkodzenia urządzenia elektrycznego podczas jego użytkowania należy je odłączyć spod napięcia. Zabronione jest używanie sprzętu, na który lub w którego okolicy właśnie został rozlany płyn. Jeśli sprzęt jest uszkodzony, działa nieprawidłowo, wydobywa się z niego nieprzyjemny zapach lub wydaje głośny dźwięk, należy go wyłączyć. Personel szczególnie narażony na działanie prądu powinien stosować sprzęt ochronny, taki jak: rękawice elektroizolacyjne, odzież antystatyczna i buty elektroizolacyjne. Pracownicy powinni znać zasady pierwszej pomocy w przypadku porażenia prądem. W laboratorium powinny znajdować się odpowiednie gaśnice, a pracownicy muszą być przeszkoleni w ich użyciu. Dodatkowo systemy alarmowe i czujniki dymu powinny być regularnie sprawdzane.

Zasady udzielania pierwszej pomocy w przypadku porażenia prądem:

• Należy natychmiast wyłączyć źródło prądu – np. wyłączając wyłącznik główny lub wyjmując wtyczkę z gniazdka.

• Nie należy dotykać poszkodowanego gołymi rękami, dopóki nie zostanie on odłączony od źródła prądu, aby nie narazić się na porażenie.

• Jeśli nie można odłączyć urządzenia, należy użyć przedmiotów nieprzewodzących prądu (np. drewnianego kija, gumowych rękawic) do odizolowania poszkodowanego od źródła prądu.

• Należy ocenić stan poszkodowanego poprzez:

– sprawdzenie świadomości → próbuj nawiązać kontakt z poszkodowanym, zapytaj, czy cię słyszy;

– sprawdzenie oddechu i tętna → jeśli poszkodowany jest nieprzytomny, sprawdź oddech i tętno.

• Jeśli poszkodowany nie oddycha i/lub nie ma tętna, należy:

– wezwać służby ratunkowe (tel. 112);

– rozpocząć resuscytację krążeniowo-oddechową (RKO) → wykonuj naprzemiennie 30 uciśnięć klatki piersiowej z częstotliwością 100–120/min (głębokość 5–6 cm) i 2 oddechy ratunkowe, dopóki nie przywrócisz oddechu bądź tętna lub do przybycia służb ratunkowych.

• Jeśli poszkodowany oddycha i ma tętno, ale jest nieprzytomny, należy go ułożyć w pozycji bocznej ustalonej i monitorować oddech i tętno do przybycia służb ratunkowych.

• Należy zwrócić uwagę na ewentualne oparzenia elektryczne w miejscach wejścia i wyjścia prądu (najczęściej dłonie i stopy). Jeśli są widoczne rany, należy zabezpieczyć je jałowym opatrunkiem.

Pamiętaj!

Bezpieczeństwo ratującego jest priorytetem! Nigdy nie narażaj siebie na niebezpieczeństwo porażenia prądem podczas udzielania pomocy.

1.5.
Zagrożenia chemiczne

Europejska Agencja Bezpieczeństwa i Zdrowia Pracy nałożyła na każde laboratorium obowiązek opracowania i wdrażania planu higieny chemicznej i kontroli narażenia na substancje chemiczne zgodnie z Rozporządzeniem (WE) nr 1272/2008 Parlamentu Europejskiego i Rady z dnia 16 grudnia 2008 r. w sprawie klasyfikacji, oznakowania i pakowania substancji i mieszanin (Dziennik Urzędowy Unii Europejskiej, L 353). Rozporządzenie CLP regulujące klasyfikację, oznakowanie oraz pakowanie substancji i mieszanin weszło w życie w dniu 20 stycznia 2009 r. Dokument ustanawia standardy dotyczące zagrożeń chemicznych w miejscu pracy.

Zasady dotyczące wykorzystania w środowisku pracy substancji niebezpiecznych oraz sposoby ograniczania narażenia i ochrony pracowników zostały również określone w Rozporządzeniu Ministra Pracy i Polityki Socjalnej z dnia 26 września 1997 r. w sprawie ogólnych przepisów bezpieczeństwa i higieny pracy (Dz.U. 2003, nr 169, poz. 1650), Rozporządzeniu Ministra Zdrowia z dnia 30 grudnia 2004 r. w sprawie bezpieczeństwa i higieny pracy związanej z występowaniem w miejscu pracy czynników chemicznych (Dz.U. 2016, poz. 1488), Rozporządzeniu Ministra Zdrowia z dnia 24 lipca 2012 r. w sprawie substancji chemicznych, ich mieszanin, czynników lub procesów technologicznych o działaniu rakotwórczym lub mutagennym w środowisku pracy (Dz.U. 2024, poz. 156), Rozporządzeniu Ministra Rodziny, Pracy i Polityki Społecznej z dnia 12 czerwca 2018 r. w sprawie najwyższych dopuszczalnych stężeń i natężeń czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy (Dz.U. 2018, poz. 1286), Rozporządzeniu Ministra Zdrowia z dnia 2 lutego 2011 r. w sprawie badań i pomiarów czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy (Dz.U. 2023, poz. 419) oraz w Rozporządzeniu Rady Ministrów z dnia 3 kwietnia 2017 r. w sprawie wykazu prac uciążliwych, niebezpiecznych lub szkodliwych dla zdrowia kobiet w ciąży i kobiet karmiących dziecko piersią (Dz.U. 2017, poz. 796).

W laboratorium diagnostycznym pracownicy narażeni są na ciągły kontakt z różnego rodzaju odczynnikami chemicznymi o właściwościach toksycznych, żrących, drażniących, uczulających, duszących, neurotoksycznych, mutagennych, rakotwórczych, radioaktywnych oraz teratogennych. Decyzję w sprawie klasyfikacji danej substancji lub mieszaniny podejmują dostawcy, udostępniając karty charakterystyki substancji chemicznych (MSDS, ang. material safety data sheet) nabywcom odczynników chemicznych. Laboratorium natomiast jest odpowiedzialne za udostępnianie wszystkim pracownikom kart charakterystyki danej substancji, aby byli świadomi wszelkich zagrożeń, jakie stwarzają obecne w miejscu pracy chemikalia i potrafili stosować zalecane wyposażenie ochronne. Jeżeli dany odczynnik nie znajduje się na liście potencjalnie niebezpiecznych substancji chemicznych i nie ma obowiązku dołączenia karty charakterystyki, dostawca ma obowiązek przekazania w inny sposób informacji dotyczących jego bezpiecznego stosowania.

Karta charakterystyki substancji chemicznych (MSDS) dostarcza informacji na temat podstawowych danych fizykochemicznych, wpływu danej substancji na stan środowiska naturalnego, najwyższego dopuszczalnego stężenia oraz procedury, która powinna być podjęta w przypadku występowania niepożądanych zdarzeń z udziałem danej substancji czy mieszaniny (tabela 1.3). Powinna być sporządzona w języku urzędowym państwa, na którego terenie dany odczynnik został wprowadzony do obrotu.

Tabela 1.3.

Przegląd sekcji (rozdziałów), jakie muszą być zawarte w kartach charakterystyki substancji chemicznych zgodnie z najnowszymi przepisami prawnymi, wraz z krótkim opisem treści umieszczonych w poszczególnych sekcjach

Sekcja

Tytuł sekcji

Najważniejsze informacje

1

Identyfikacja substancji/mieszaniny i identyfikacja przedsiębiorstwa

Numer telefonu alarmowego producenta; informacja, dla jakich celów dana substancja nie powinna być wykorzystana.

2

Identyfikacja zagrożeń

Podanie, jak dana substancja działa na człowieka i środowisko.

3

Skład/informacja o składnikach

Wymienienie niebezpiecznych składników chemicznych wraz z ich numerem CAS (unikalny identyfikator danej substancji).

4

Środki pierwszej pomocy

Wyszczególnienie czynności, jakie mają być podjęte, gdy dojdzie do narażenia na działanie substancji.

5

Postępowanie w przypadku pożaru

Informacje umożliwiające m.in. wybór najlepszego typu gaśnic w przypadku pożaru.

6

Postępowanie w przypadku niezamierzonego uwolnienia do środowiska

Informacje m.in. o zalecanych materiałach absorbujących do usuwania rozlanych lub rozsypanych substancji – do wykorzystania przez służby ratownicze.

7

Postępowanie z substancjami i mieszaninami oraz ich magazynowanie

Informacje ułatwiające wybranie najbezpieczniejszych miejsc do przechowywania substancji (np. dotyczące temperatury, oddalenia od możliwych źródeł zapłonu lub konieczności podłączenia odpowiednich pojemników na wypadek rozlania cieczy).

8

Kontrola narażenia/środki ochrony indywidualnej

Informacje wykorzystywane do opracowania procedur i zasad bezpiecznej pracy z daną substancją
(np. konieczność pracy pod wyciągiem czy w rękawiczkach o odpowiednim stopniu trwałości).

9

Właściwości fizyczne i chemiczne

Informacje na temat warunków, w jakich materiał może być niebezpieczny (np. podanie, że jest to substancja łatwopalna, wybuchowa itp.)

10

Stabilność i reaktywność

Opis warunków, w jakich substancja jest niestabilna, i konsekwencji, jakie są związane z utratą stabilności (np. podczas rozkładu substancja może stawać się wybuchowa).

11

Informacje toksykologiczne

Informacje o toksyczności, zarówno dla składników produktu, jak i produktu jako całości. Uzyskiwane są one podczas badań toksykologicznych na zwierzętach doświadczalnych.

12

Informacje ekologiczne

Informacje o wpływie substancji na środowisko naturalne, gdy zostanie ona do niego uwolniona.

13

Postępowanie z odpadami

Informacje dotyczące usuwania odpadów.

14

Informacje dotyczące transportu

Podanie, w jakich warunkach substancja powinna być transportowana. Tutaj można znaleźć międzynarodowe kody ADR określające niebezpieczeństwo stwarzane podczas transportu danej substancji.

15

Informacje dotyczące przepisów prawnych

Wyszczególnione obowiązujące regulacje prawne.

16

Inne informacje

Wszelkie ważne informacje, które nie zostały zawarte w poprzednich sekcjach. Tu również podana jest data sporządzenia (lub aktualizacji) karty charakterystyki.

Przepisy Wspólnoty Europejskiej ujednoliciły formę kart charakterystyki substancji chemicznych. Od 1 stycznia 2023 r. wszystkie dostarczane wraz z odczynnikami karty charakterystyki powinny mieć formę określoną w odpowiednim rozporządzeniu Unii Europejskiej. Ważne jest także, aby wszystkie karty charakterystyki posiadały najnowsze aktualizacje, te sprzed 1 stycznia 2023 r. należy zastąpić nowymi. Producenci odczynników są zobowiązani na bieżąco uaktualniać karty charakterystyki wszystkich substancji i umieszczać je na swoich stronach internetowych. Użytkownicy danych substancji natomiast powinni takie aktualizacje wprowadzać do odpowiednich dokumentacji w miejscu pracy.

Zgodnie z obowiązującymi przepisami prawnymi wszystkie potencjalnie niebezpieczne odczynniki chemiczne powinny zostać spisane i skatalogowane, a wspomniany rejestr powinien być dostępny do wglądu dla każdego pracownika. Informacje na temat rodzaju zagrożenia, które związane jest z pracą z konkretną substancją chemiczną lub mieszaniną substancji, zawarte są w dokumencie dołączonym przez producenta do każdego tego typu odczynnika w formie papierowej lub elektronicznej.

Ponieważ praca z odczynnikami chemicznymi naraża pracowników laboratorium na występowanie różnego rodzaju skutków zdrowotnych (w tym zatruć oraz alergii), są oni zobowiązani do stosowania odpowiednich środków ochrony przed szkodliwymi substancjami chemicznymi. Środkami ochrony osobistej są: fartuchy, kombinezony, rękawiczki, maski, przyłbice i okulary zabezpieczające twarz i oczy oraz odpowiednie, wygodne obuwie. Gdy istnieje taka potrzeba, pracownik powinien mieć możliwość pracy pod sprawnie działającym wyciągiem laboratoryjnym (dygestorium), którego celem jest ograniczenie narażenia na szkodliwe opary czy pyły. Konieczne jest stosowanie przez pracowników zasad bezpieczeństwa pracy z niebezpiecznymi substancjami chemicznymi oraz zapoznanie się z kartami charakterystyki substancji niebezpiecznych, aby mieć świadomość potencjalnego zagrożenia związanego z pracą z daną substancją, a tym samym, aby móc zastosować odpowiednie środki ochrony indywidualnej. W zależności od rodzaju substancji chemicznej istotne jest, aby podczas pracy szczególnie chronić przed kontaktem z nią: skórę (stosowanie rękawiczek i odzieży ochronnej), układ oddechowy i pokarmowy (założenie odpowiednich masek lub przyłbic, praca pod sprawnym wyciągiem), oczy (stosowanie okularów ochronnych lub przyłbic). Niedopuszczalne jest sprawdzanie zawartości opakowań poprzez ich smakowanie lub nadmierne, bezpośrednie wąchanie, a także pipetowanie odczynników ustami. W pracowniach obowiązuje również bezwzględny zakaz przechowywania i spożywania posiłków oraz napojów, żucia gumy czy palenia substancji tytoniowych.

Substancje chemiczne oraz mieszaniny zaklasyfikowane jako stwarzające zagrożenie należy przechowywać w miejscach i opakowaniach przeznaczonych do tego celu oraz oznakowanych etykietami zawierającymi nazwę substancji chemicznej lub mieszaniny tych substancji, a także informującymi o ich niebezpiecznym lub szkodliwym dla zdrowia działaniu. Klasyfikacja substancji chemicznych opiera się na wynikach badań ich właściwości fizykochemicznych i biologicznych, informacjach dostępnych w piśmiennictwie naukowym i różnego typu bazach danych lub na podstawie w inny sposób udokumentowanych doświadczeń praktycznych (tab. 1.4).

Tabela 1.4.

Spis właściwości fizykochemicznych i innych, które są podstawą do zaklasyfikowania danej substancji chemicznej do kategorii: niebezpieczna

Substancje chemiczne zaklasyfikowane jako niebezpieczne

• O właściwościach wybuchowych lub utleniających.

• Łatwopalne (palne: skrajnie, wysoce lub po prostu łatwo).

• Toksyczne i bardzo toksyczne.

• Szkodliwe, żrące, drażniące, uczulające, rakotwórcze (kancerogenne), mutagenne, działające na rozrodczość.

• Niebezpieczne dla środowiska.

Spis przygotowano zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Zdrowia i Opieki Społecznej z dnia 21 sierpnia 1997 r. w sprawie substancji chemicznych stwarzających zagrożenie dla zdrowia lub życia.

Zasada ta odnosi się również do przygotowanych w miejscu pracy odczynników bazujących na substancjach zaklasyfikowanych jako niebezpieczne. Opakowania z takimi odczynnikami również powinny posiadać stosowne etykiety. Nie zaleca się opisywania takich opakowań markerami (ze względu na łatwość zmycia), lecz poleca się wydrukowanie trwałych i czytelnych etykiet. Dodatkowo substancje zaklasyfikowane jako szkodliwe powinny być przechowywane w przystosowanych do tego celu i odpowiednio oznakowanych zamkniętych pomieszczeniach lub szafkach. Do tego celu mogą służyć specjalne szafy bezpieczeństwa, które pozwalają na składowanie niebezpiecznych (tzw. łatwopalnych, żrących lub wysoce toksycznych, np. kancerogennych) substancji w pobliżu stanowiska pracy. W zależności od rodzaju składowanych w nich substancji mogą to być szafy zbudowane z ogniotrwałych materiałów czy posiadające odpowiednie zabezpieczenia przed rozlewaniem i rozprzestrzenianiem się zawartości pojemników w razie ich uszkodzenia, np. specjalne rynny okapowe. Należy również pamiętać, że niektóre chemikalia nie mogą być przechowywane razem. Poszczególne pracownie lub magazyny odczynnikowe w laboratoriach powinny posiadać ogólny znak ostrzegawczy oraz znak opisujący szczegółowe zagrożenie związane z chemikaliami, które w danym miejscu się przechowuje lub wykorzystuje do analiz.

Ponieważ mycie rąk stanowi bardzo ważny element przestrzegania zasad BHP także w odniesieniu do zagrożeń chemicznych, przy wyjściu z pomieszczenia, w którym odbywa się praca przy użyciu materiałów toksycznych, powinna znajdować się co najmniej jedna umywalka z doprowadzoną do niej ciepłą wodą (jeśli w danym pomieszczeniu pracuje więcej niż 20 osób, umywalek powinno być więcej). Elementem wyposażenia niezbędnym w tego typu pomieszczeniach są także specjalne kraniki do przemywania oczu (oczomyjki), które są bardzo użyteczne w przypadku kontaktu tego narządu z chemikaliami.

Przepisy prawne nie tylko definiują, które związki chemiczne są niebezpieczne, określają sposób oznakowania i postępowania z tymi związkami, lecz także precyzują, z jakimi stężeniami wspomnianych substancji można mieć do czynienia w środowisku pracy. Informacje te są ujęte w Rozporządzeniu Ministra Rodziny, Pracy i Polityki Społecznej z dnia 12 czerwca 2018 r. w sprawie najwyższych dopuszczalnych stężeń i natężeń czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy
(podstawa prawna: Dz.U. 2018, poz. 1286) wraz z pojawiającymi się w późniejszym czasie aktami zmieniającymi. Dokument ten definiuje takie pojęcia, jak:

• Najwyższe dopuszczalne stężenie (NDS) – jest to wartość średnia ważona stężenia, którego oddziaływanie na pracownika w ciągu 8-godzinnego dobowego i przeciętnego tygodniowego wymiaru czasu pracy przez okres jego aktywności zawodowej nie powinno spowodować ujemnych zmian w jego stanie zdrowia oraz w stanie zdrowia jego przyszłych pokoleń.

• Najwyższe dopuszczalne stężenie chwilowe (NDSCh) – jest to wartość średnia stężenia, które nie powinno spowodować ujemnych zmian w stanie zdrowia pracownika, jeżeli występuje w środowisku pracy nie dłużej niż 15 minut i nie częściej niż 2 razy w czasie zmiany roboczej, w odstępie czasu nie krótszym niż 1 godzina.

• Najwyższe dopuszczalne stężenie pułapowe (NDSP) – jest to wartość stężenia, która ze względu na zagrożenie zdrowia lub życia pracownika nie może być przekroczona w środowisku pracy w żadnym momencie.

W załączniku nr 1 do wspomnianego dokumentu znajduje się wykaz wartości najwyższych dopuszczalnych stężeń chemicznych i pyłowych czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy.

Warto zauważyć, że słowo „stężenie” użyte w tytule rozporządzenia odnosi się do szkodliwych dla zdrowia substancji chemicznych (oraz pyłowych), natomiast słowo „natężenie” – do szkodliwych dla zdrowia czynników fizycznych (ich wykaz został ujęty w załączniku nr 2).

Używanie odczynników chemicznych w laboratoriach wiąże się z generowaniem odpadów, które muszą być odpowiednio przechowywane i oddawane do utylizacji przez zajmujące się tym odpowiednie, licencjonowane przedsiębiorstwa utylizacji odpadów. Należy pamiętać, że również odpady z chemikaliami stanowią zagrożenie w miejscu pracy. Należy je gromadzić we właściwych dla danych substancji pojemnikach oznakowanych właściwymi dla zawartości piktogramami i innymi znakami ostrzegającymi o zagrożeniu.

Ze względu na skład i stan skupienia odpady chemiczne zostały podzielone na klasy. Rodzaje odpadów chemicznych (wraz z podziałem na klasy) oraz ich oznakowanie przedstawia tabela 1.5. Niezwykle istotne jest uwzględnianie klasy odpadów podczas ich generowania, ponieważ determinują one sposób ich przechowywania i utylizacji, np. substancje chemiczne zawierające fluorowce powinny być spalane oddzielnie (ponieważ spalanie w niewłaściwych warunkach skutkowałoby powstaniem kolejnych toksycznych związków), substancje oznakowane jako TN oraz TP przed umieszczeniem w zbiorczych pojemnikach powinny być chemicznie dezaktywowane zgodnie z informacjami zawartymi w kartach charakterystyki itp.

Tabela 1.5.

Rodzaje odpadów chemicznych oraz ich oznakowanie

Oznaczenie

Skład odpadów

O

Organiczne, ciekłe, bez fluorowców

F

Organiczne, ciekłe, zawierające fluorowce

P

Palne, stałe

N

Niepalne, stałe

S

Roztwory soli, pH = 6–8

TN

Bardzo toksyczne, niepalne

TP

Bardzo toksyczne, palne

R

Rtęć i związki rtęci

RO

Dające się regenerować rozpuszczalniki organiczne (minimum 80% rozpuszczalnika w odpadach)

X

Niezidentyfikowane

Nie można mieszać ze sobą niebezpiecznych odpadów po substancjach chemicznych z innymi odpadami ogólnymi. Niedopuszczalne jest również (poza nielicznymi wyjątkami) usuwanie odpadów chemicznych do ścieków komunalnych. Utylizacji bezpośredniej (usuwanie razem z odpadami komunalnymi lub wprowadzenie do systemu kanalizacyjnego) mogą zostać poddane chemikalia, które nie stanowią zagrożenia dla zdrowia i życia pracowników ani nie powodują zanieczyszczenia środowiska naturalnego. Związki te zostały wymienione w tabeli 1.6.

Tabela 1.6.

Rodzaje związków chemicznych, które mogą zostać poddane utylizacji bezpośredniej [2]

Rodzaj związku chemicznego/sól

Kation

Aminokwasy i ich sole

Na, K, Mg, Ca

Borany

Na, K, Mg, Ca

Bromki

Na, K

Chlorki

Na, K, Mg, Ca

Cukry

Fluorki

Ca

Fosforany

Na, K, Mg, Ca, NH₄₊

Jodki

Na, K

Krzemiany

Na, K, Mg, Ca

Octany

Ca, Na, K, NH₄₊

Siarczany

Na, K, Mg, Ca, NH₄₊

Tlenki

B, Mg, Ca, Al, Si, Fe

Węglany

Na, K, Ca, NH₄₊

Wodorowęglany

Na, K, Mg, Ca, NH₄₊

Na rycinie 1.1 został przedstawiony fragment karty charakterystyki chloraminy T (sekcja XIII) dotyczący utylizacji pozostałości po odczynniku. Chloramina T jest często wykorzystywanym środkiem do dezynfekcji różnego rodzaju narzędzi lub pojemników stosowanych w szpitalach/laboratoriach medycznych, dużych powierzchni lub materiału biologicznego (np. zlewki z analizatorów biochemicznych). Producent zwraca uwagę na konieczność przestrzegania wszelkich przepisów prawnych (w tym także ustaleń władz lokalnych) podczas utylizacji odpadów. Należy także pamiętać, że opakowania po produktach chemicznych również stanowią odpad, który musi być odpowiednio utylizowany. W tym przypadku, gdy zawartość opakowania zostanie opróżniona (wykorzystanie całego odczynnika), a samo opakowanie odpowiednio przepłukane, może ono zostać usunięte do komunalnych odpadów i wykorzystane do recyklingu.

Rycina 1.1.

Fragment karty charakterystyki chloraminy T (sekcja XIII) dotyczący utylizacji pozostałości po odczynniku.

1.5.1.
Etykietowanie substancji chemicznych na przykładzie procedur wykorzystywanych w Stanach Zjednoczonych (USA)

W USA substancje chemiczne muszą być odpowiednio oznakowane z podaniem zawartości pojemnika, daty zakupu lub inicjałów osoby przygotowującej. Krajowe Stowarzyszenie Ochrony Przeciwpożarowej (NFPA, ang. National Fire Protection Association) opracowało najczęściej używany przez personel laboratoryjny system identyfikacji zagrożeń (ryc. 1.2). Stopień zagrożenia palnością substancji chemicznej oznaczany jest czerwoną ćwiartką kwadratu. Niebieska ćwiartka wskazuje poziom zagrożenia dla zdrowia, natomiast żółta informuje o reaktywności lub stabilności substancji w określonych temperaturach. Biały kwadrat może zawierać symbole ostrzegające przed dodatkowymi zagrożeniami związanymi z użyciem danej substancji. Stopień zagrożenia w każdym z czterech kwadratów jest oznaczony liczbami w zakresie od 0 (nieszkodliwy w normalnych warunkach) do 4 (najpoważniejsze ryzyko). Biały kwadrat może zawierać skróty oznaczające szczególne zagrożenia, takie jak COR dla substancji żrących, OXY dla utleniaczy lub W dla substancji, do których nie należy dodawać wody. Ponadto w przypadku substancji chemicznej pojawi się symbol radioaktywności związany z ryzykiem narażenia na promieniowanie radioaktywne.

Rycina 1.2.

System identyfikacji zagrożeń określony przez Krajowe Stowarzyszenie Ochrony Przeciwpożarowej (NFPA).

1.6.
Zagrożenia biologiczne

Praca z biologicznym materiałem zakaźnym naraża pracownika laboratorium na możliwość zakażenia chorobami o etiologii wirusowej, bakteryjnej, grzybiczej oraz pasożytniczej. Do zakażenia może dochodzić na drodze pokarmowej, oddechowej, kontaktowej oraz na skutek przerwania ciągłości tkanek. W celu ochrony siebie oraz innych pracownicy laboratorium powinni stosować zasady bezpieczeństwa pracy z materiałem biologicznym.

Opracowanie procedur oraz instrukcji pracy z materiałem zakaźnym, a także postępowania w sytuacjach awaryjnych (bezpośredni kontakt z materiałem zakaźnym) może chronić życie i zdrowie pracowników. Ważne jest, aby pracownicy laboratorium mieli dostęp do środków dezynfekcyjnych, odkażających oraz środków ochrony indywidualnej.

1.6.1.
Szczególne kwestie bezpieczeństwa związane z analizą materiałów biologicznych

Wiele czynników zakaźnych, w tym m.in.: ludzki wirus niedoboru odporności (HIV), wirus zapalenia wątroby typu C (HCV) i zapalenia wątroby typu B (HBV), może zostać przeniesionych poprzez pracę z krwią, wydalinami i płynami ustrojowymi. Mocz może zawierać także takie czynniki zakaźne, jak wirus cytomegalii (CMV), który stanowi potencjalne ryzyko zakażeń u kobiet w ciąży. W Rozporządzeniu Ministra Zdrowia z dnia 11 grudnia 2020 r. zmieniającym rozporządzenie w sprawie szkodliwych czynników biologicznych dla zdrowia w środowisku pracy oraz ochrony zdrowia pracowników zawodowo narażonych na te czynniki, w wykazie szkodliwych czynników biologicznych znajduje się ponad 200 gatunków bakterii (m.in. Clostridioides difficile, Haemophilus influenzae, Listeria monocytogenes, Streptococcus pneumoniae, Staphylococcus aureus), około 230 gatunków wirusów (m.in. wirusy grypy, odry, wścieklizny), ponad 90 gatunków pasożytów (m.in. Ascaris lumbricoides, Schistosoma haematobium, Toxoplasma gondii), a także 41 gatunków grzybów (m.in. Aspergillus fumigatus, Cryptococcus neoformans, Trichophyton tonsurans). Duża liczba szkodliwych czynników biologicznych, a także wzrastająca oporność drobnoustrojów na stosowane leczenie, stanowią szczególne zagrożenie dla pracowników nie tylko pracujących w laboratoriach o profilu mikrobiologicznym. Z tego powodu należy nosić rękawiczki i używać standardowych środków ostrożności podczas obchodzenia się z materiałem biologicznym i chronić także innych pracowników i pacjentów przed narażeniem na czynniki zakaźne.

Po zdarzeniu związanym z przerwaniem ciągłości skóry pracownika przy użyciu narzędzia skażonego krwią nie należy tamować krwawienia ani wyciskać krwi z miejsca zranienia. Uszkodzoną skórę należy przemyć pod bieżącą wodą i zabezpieczyć miejsce skaleczenia opatrunkiem. Nie zaleca się również stosowania środków dezynfekcyjnych zawierających alkohol. W przypadku skażenia błon śluzowych oczu zaleca się przepłukać oko wodą lub roztworem soli fizjologicznej. Podobnie w przypadku skażenia błony śluzowej jamy ustnej zalecane jest kilkukrotne przepłukanie jej wodą lub roztworem soli fizjologicznej.

Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Zdrowia z dnia 6 czerwca 2013 r. w sprawie bezpieczeństwa i higieny pracy przy wykonywaniu prac związanych z narażeniem na zranienie ostrymi narzędziami używanymi przy udzielaniu świadczeń zdrowotnych za opracowanie oraz wdrożenie procedury postępowania po ekspozycji na biologiczny czynnik zakaźny w miejscu pracy odpowiada pracodawca. Najważniejsze jest, aby jak najszybciej udzielić pracownikowi pomocy medycznej. Musi on również zostać objęty działaniami profilaktycznymi po wystąpieniu narażenia. Celem profilaktyki po ekspozycji na biologiczny czynnik zakaźny jest zminimalizowanie ryzyka zakażenia. Koszty związane z profilaktyką poekspozycyjną ponosi pracodawca.

Po ekspozycji na materiał biologiczny zakażony wirusem HBV ważne jest, aby postępowanie poekspozycyjne wdrożyć w ciągu 24 godzin (nie później niż 7 dni od wystąpienia narażenia). W przypadku gdy pracownik nie przyjmował szczepień przeciw WZW typu B zalecane jest, aby przeszedł pełen cykl szczepień. W niektórych przypadkach zaleca się również podanie swoistej immunoglobuliny. Działania profilaktyczne nie dotyczą osób, które przebyły zakażenie HBV w przeszłości (dodatnie przeciwciała HBc) lub mają poszczepienne miano HBs wynoszące powyżej 10 IU/ml. Ze względu na brak profilaktyki poekspozycyjnej po narażeniu pracownika na kontakt z materiałem biologicznym zakażonym wirusem HCV zalecane jest monitorowanie danej osoby oraz wykonanie po 6 tygodniach oraz 3 i 6 miesiącach kontrolnych badań oceniających funkcje wątroby (aktywność aminotransferazy asparaginowej oraz aminotransferazy alaninowej). Postępowanie poekspozycyjne polega również na pomiarze poziomu przeciwciał anty-HCV po 3 i 6 miesiącach od narażenia oraz przeprowadzeniu badań molekularnych wykrywających RNA wirusa po 6 tygodniach od ekspozycji. Po ekspozycji na materiał zakażony wirusem HIV w ramach profilaktyki po ekspozycji, która prowadzona jest przez afiliowane placówki przy szpitalach zakaźnych, osobie narażonej podawane są leki antyretrowirusowe. Ważne jest, aby leki zostały wdrożone jak najszybciej po ekspozycji, najlepiej w ciągu 4 godzin i nie później niż po 72 godzinach.

Piśmiennictwo

1. Rozporządzenie Parlamentu Europejskiego i Rady (WE) nr 1272/2008 z dnia 16 grudnia 2008 r. w sprawie klasyfikacji, oznakowania i pakowania substancji i mieszanin, zmieniające i uchylające dyrektywy 67/548/EWG i 1999/45/WE oraz zmieniające rozporządzenie (WE) nr 1907/2006 (Dz.U.UE.L.2008.353.1). 2. Art. 234 Kodeksu pracy (Dz.U. 2023, poz. 1465). 3. Rozporządzenie Ministra Pracy i Polityki Społecznej z dnia 19 grudnia 2002 r. w sprawie trybu uznawania zdarzenia powstałego w okresie ubezpieczenia wypadkowego za wypadek przy pracy, kwalifikacji prawnej zdarzenia, wzoru karty wypadku i terminu jej sporządzenia (Dz.U. 2013, poz. 1618). 4. Rozporządzenie Ministra Rodziny, Pracy i Polityki Społecznej z dnia 24 maja 2019 r. w sprawie wzoru protokołu ustalenia okoliczności i przyczyn wypadków przy pracy (Dz.U. 2019, poz. 1071). 5. Rozporządzenie Ministra Pracy i Polityki Społecznej z dnia 7 stycznia 2009 r. w sprawie statystycznej karty wypadku przy pracy (Dz.U. 2009, nr 14, poz. 80, ze zm.). 6. Rozporządzenie Ministra Rodziny, Pracy i Polityki Społecznej z dnia 9 października 2019 r. zmieniające rozporządzenie w sprawie statystycznej karty wypadku przy pracy (Dz.U. 2019, poz. 1972). 7. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 1 sierpnia 2002 r. w sprawie sposobu dokumentowania chorób zawodowych i skutków tych chorób (Dz.U. 2013, poz. 1397, ze zm.). 8. Rozporządzenie Ministra Pracy i Polityki Socjalnej z dnia 26 września 1997 r. w sprawie ogólnych przepisów bezpieczeństwa i higieny pracy (Dz.U. 2003, nr 169, poz. 1650; Dz.U. 2021, poz. 2088). 9. Rozporządzenie Ministra Rodziny, Pracy i Polityki Społecznej z dnia 12 czerwca 2018 r. w sprawie najwyższych dopuszczalnych stężeń i natężeń czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy (Dz.U. 2018, poz. 1286). 10. Ustawa z dnia 29 listopada 2000 r. – Prawo atomowe (Dz.U. 2017, poz. 576). 11. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 30 grudnia 2004 r. w sprawie bezpieczeństwa i higieny pracy związanej z występowaniem w miejscu pracy czynników chemicznych (Dz.U. 2016, poz. 1488). 12. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 24 lipca 2012 r. w sprawie substancji chemicznych, ich mieszanin, czynników lub procesów technologicznych o działaniu rakotwórczym lub mutagennym w środowisku pracy (Dz.U. 2024, poz. 156). 13. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 2 lutego 2011 r. w sprawie badań i pomiarów czynników szkodliwych dla zdrowia w środowisku pracy (Dz.U. 2023, poz. 419). 14. Rozporządzenie Rady Ministrów z dnia 3 kwietnia 2017 r. w sprawie wykazu prac uciążliwych, niebezpiecznych lub szkodliwych dla zdrowia kobiet w ciąży i kobiet karmiących dziecko piersią (Dz.U. 2017, poz. 796). 15. https://www.gov.pl/web/psse-warszawa/co-to-jest-karta-charakterystyki-i-jak-ja-czytac. 16. Rozporządzenie Ministra Zdrowia i Opieki Społecznej z dnia 21 sierpnia 1997 r. w sprawie substancji chemicznych stwarzających zagrożenie dla zdrowia lub życia (Dz.U. 1997, nr 105, poz. 671). 17. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 11 grudnia 2020 r. zmieniające rozporządzenie w sprawie szkodliwych czynników biologicznych dla zdrowia w środowisku pracy oraz ochrony zdrowia pracowników zawodowo narażonych na te czynniki (Dz.U. 2020, poz. 2234). 18. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 6 czerwca 2013 r. w sprawie bezpieczeństwa i higieny pracy przy wykonywaniu prac związanych z narażeniem na zranienie ostrymi narzędziami używanymi przy udzielaniu świadczeń zdrowotnych (Dz.U. 2013, poz. 696).

PYTANIA SPRAWDZAJĄCE

Pytanie 1.1

Wskaż zdanie nieprawidłowe dotyczące organizacji miejsca pracy:

A. Stanowisko pracy powinno zostać dostosowane do rodzaju wykonywanych na nim czynności, z zapewnieniem pracownikowi swobody ruchu.

B. Na stanowisku pracy powinny znajdować się urządzenia umożliwiające składowanie narzędzi, przyrządów oraz materiałów niezbędnych do wykonywania pracy.

C. Maszyny oraz urządzenia powinny zostać zainstalowane jak najbliżej przestrzeni roboczej.

D. Do każdej przestrzeni roboczej powinno być zapewnione bezpieczne oraz wygodne dojście.

Pytanie 1.2

Poziom ekspozycji na hałas w czasie 8-godzinnego czasu pracy nie może przekraczać:

A. 90 dB.

B. 85 dB.

C. 80 dB.

D. 75 dB.

Pytanie 1.3

Wskaż zdanie prawidłowe dotyczące narażenia na drgania w miejscu pracy:

A. Drgania mogą oddziaływać na organizm człowieka tylko przez kończyny górne.

B. Drgania zawsze wykazują ogólne działanie na organizm człowieka.

C. Dopuszczalna wartość ekspozycji dziennej na drgania jest wyższa od dopuszczalnej wartości ekspozycji na drgania trwającej 30 minut i krócej.

D. Dopuszczalna wartość ekspozycji dziennej na drgania jest niższa od dopuszczalnej wartości ekspozycji na drgania trwającej 30 minut i krócej.

Pytanie 1.4

Zwroty H określone w systemie GHS (wprowadzonym przez rozporządzenie CLP) dotyczącym zasad klasyfikacji i oznakowania chemikaliów:

A. Wskazują na rodzaj zagrożenia ze strony substancji chemicznej.

B. Wskazują na środki ostrożności, które należy zastosować przy pracy z substancją.

C. Pierwsza cyfra wskazuje na rodzaj zagrożenia, gdzie: 2 – zagrożenie fizyczne, 3 – zagrożenie dla zdrowia, 4 – zagrożenia związane z reaktywnością substancji.

D. Odpowiedzi A i C są prawidłowe.

Pytanie 1.5

Wypełnij poniższą tabelę, określając wskazany na diagramie NFPA kwadrant.

1. Określ kolor, który powinien pojawić się w każdej ćwiartce/kwadrancie diagramu.

2. Wskaż, jaka kategoria odpowiada każdej ćwiartce.

Kwadrant

Kolor

Kategoria zagrożenia

A

B

C

D

Pytanie 1.6

Karty charakterystyki substancji chemicznych (MSDS):

A. Powinny być dołączone przez dostawcę do każdego odczynnika zakupionego przez laboratorium.

B. Powinny zawierać najważniejsze informacje na temat wpływu danej substancji na zdrowie i życie ludzi oraz na środowisko naturalne; jednak forma, w jakiej te informacje są przekazane, leży w gestii producentów odczynników.

C. Powinny być przechowywane w miejscu dostępnym i znanym każdemu użytkownikowi danych chemikaliów, a dane w nich zawarte na bieżąco uaktualniane.

D. Nie muszą być sporządzone w języku urzędowym państwa, w którym dane odczynniki są stosowane; wystarczy sporządzenie i dostarczenie MSDS w języku angielskim.

Pytanie 1.7

Odczynniki chemiczne będące substancjami żrącymi należy przechowywać:

A. Na oddzielnej półce razem z innymi substancjami żrącymi.

B. W specjalnych szafach bezpieczeństwa, które chronią przez szkodliwym działaniem danych substancji w przypadku zdarzenia niepożądanego.

C. Z daleka od innych odczynników, które są z nimi niekompatybilne (w przypadku zdarzenia niepożądanego wchodzą z nimi w reakcje z wytworzeniem innej, szkodliwej substancji).

D. Odpowiedzi B i C są prawidłowe.

Pytanie 1.8

Odpady chemiczne:

A. Należy przechowywać w bezpiecznych, odpornych na działanie chemikaliów naczyniach, a następnie przekazać do utylizacji przez firmy zawierające odpowiednie certyfikaty i pozwolenia.

B. Kwasy należy zbierać w jednym naczyniu razem z zasadami, aby doszło do neutralizacji (powstania soli), a następnie przekazać do utylizacji.

C. Należy zbierać i przechowywać w opisanych odpowiednimi symbolami naczyniach, w razie możliwości neutralizować, a po zneutralizowaniu zastosować utylizację bezpośrednią.

D. Nie powinny być magazynowane, ale każda generowana ilość natychmiast przekazywana do utylizacji.

Pytanie 1.9

Pracownik laboratorium powinien:

A. Odbyć przeszkolenia w zakresie bezpiecznego użytkowania urządzeń elektrycznych.

B. Umieć przeprowadzić kontrolę stanu technicznego sprzętu elektrycznego.

C. Znać zasady udzielania pierwszej pomocy po porażeniu prądem.

D. Odpowiedzi A i C są prawidłowe.

Pytanie 1.10

W przypadku porażenia pracownika prądem w pierwszej kolejności należy:

A. Wezwać służby ratownicze.

B. Odłączyć źródło prądu.

C. Wezwać elektryka.

D. Sprawdzić, czy poszkodowany oddycha.

Pytanie 1.11

Wskaż stwierdzenie nieprawidłowe dotyczące działania prądu na organizm człowieka:

A. Efektem działania prądu może być oparzenie skóry.

B. Woda zmniejsza ryzyko porażenia prądem.

C. Łuk elektryczny może wywołać zaburzenia widzenia.

D. Efektem działania prądu mogą być zaburzenia oddychania.

Pytanie 1.12

W przypadku mieszanin niebezpiecznych kartę charakterystyki:

A. Wystawia się oddzielnie na każdy ze składników niebezpiecznych.

B. Wystawia się na całą mieszaninę.

C. Nie jest wymagana.

D. Można zastąpić oznakowaniem piktogramem.

Pytanie 1.13

Zaznacz zdanie poprawne dotyczące przenoszenia ciężkich przedmiotów:

A. Podnoszenie przedmiotów o wadze powyżej 2 kg jest możliwe jedynie po wydaniu specjalnego orzeczenia przez lekarza medycyny pracy.

B. Ciężkie przedmioty leżące na podłodze należy chwytać poprzez zgięcie się w pasie na wyprostowanych nogach, chwycenie przedmiotu, a następnie wyprostowanie.

C. Ciężkie przedmioty leżące na podłodze chwyta się poprzez zgięcie nóg w kolanach, uchwyt przedmiotu oraz wyprostowanie nóg w kolanach.

D. Przedmioty o wadze powyżej 2 kg powinny być przewożone na wózkach.

Pytanie 1.14

Zaznacz zdanie prawdziwe dotyczące zagrożeń elektrycznych:

A. Porażenie prądem elektrycznym może nastąpić tylko w przypadku prądu zmiennego (ze standardowego gniazdka elektrycznego).

B. Porażenie prądem jest możliwe zarówno prądem zmiennym, jak i stałym, lecz ten drugi nie jest stosowany w laboratoriach diagnostycznych.

C. Efekt porażenia prądem zmiennym nie jest zależny od jego częstotliwości.

D. Negatywne skutki zdrowotne mogą być wywołane zarówno prądem zmiennym, jak i stałym.

PRZYPADKI DO ANALIZY

Przypadek 1.1

Podczas pracy w laboratorium jeden z pracowników przewrócił pojemnik z moczem, który rozlał się na blat oraz podłogę. Kolejny pracownik, przechodząc, poślizgnął się na rozlanym materiale i złamał nogę.

1. Kto odpowiada za przygotowanie protokołu powypadkowego?

2. Jakie informacje powinny zostać zawarte w protokole powypadkowym?

3. Gdzie należy przesłać przygotowany protokół?

Przypadek 1.2

Diagnosta laboratoryjny otwierał plastikową zakrętkę probówki do pobierania nasienia. Próbka rozprysła się na twarz diagnosty i na personel siedzący obok. Zawstydzony diagnosta zauważył, że osoby pracujące obok były zajęte i nawet nie zauważyły rozpryskującego się materiału biologicznego. Osoby te kontynuowały pracę bez dalszego zajmowania się sprawą.

1. Na jakie potencjalne czynniki zakaźne może być narażony diagnosta i osoby pracujące z nim podczas zdarzenia?

2. Jakie są właściwe kroki w celu poradzenia sobie z tym incydentem?

3. Co należało zrobić, aby zapobiec temu zdarzeniu?

4. Jakimi kwestiami etycznymi nie zajął się diagnosta?

Przypadek 1.3

Diagnosta laboratoryjny pracuje w laboratorium hematologicznym, w którym wykonuje się rozmazy krwi pełnej. Do barwienia rozmazów wykorzystuje się barwnik Wrighta.

1. Gdzie należy szukać informacji o potencjalnych zagrożeniach związanych z pracą z barwnikiem Wrighta?

2. Jakie środki ostrożności należy podjąć podczas pracy z tym odczynnikiem?

3. Jak postępować z odpadami powstałymi po zakończeniu barwienia?

Przypadek 1.4

Wirówka laboratoryjna została przypadkowo zalana wodą. Nadmiar wody wylał się na podłogę. Pracownik laboratorium podszedł do wirówki i próbował usunąć ze środka urządzenia wodę. Po chwili poczuł bardzo silny ból ręki oraz kurcze mięśni dłoni. Z krzykiem upadł na podłogę. Hałas usłyszała koleżanka pracująca w sąsiednim pomieszczeniu.

1. Co powinna zrobić osoba, która przybiegła pomóc koledze?

2. Jakie było prawidłowe postępowanie w sytuacji zauważenia zalanej wodą wirówki?

Przypadek 1.5

Podczas pracy z probówkami z krwią z dodatkiem antykoagulantu pracownik laboratorium przypadkowo rozlał materiał na stół. Próbując szybko opanować sytuację, złapał toczącą się probówkę gołą ręką, jednocześnie doprowadzając do kontaktu rozlanej krwi ze skórą.

1. Jakie powinno być dalsze postępowanie w opisanej sytuacji?

2. Jakie powinno być dalsze postępowanie, w przypadku gdy pracownik miał świeżą ranę na ręce w miejscu zanieczyszczenia jej materiałem biologicznym?

Rozdział 2

Problemy przedlaboratoryjnej fazy wykonywania badań w wybranych materiałach biologicznych

Joanna Tisończyk, Paulina Mazur, Marcin Magacz, Anna Lizoń, Andrzej Panek, Wirginia Krzyściak

CELE EDUKACYJNE

Po przeczytaniu rozdziału czytelnik powinien potrafić:

• Wymienić zmienne przedanalityczne wpływające na odrzucenie próbek materiału biologicznego w medycznych laboratoriach diagnostycznych.

• Zdefiniować strategie mające na celu zmniejszenie liczby odrzuconych próbek materiału biologicznego.

• Zanalizować wpływ procedur fazy przedanalitycznej w sytuacjach otrzymania wyników niespójnych.

• Oszacować liczbę błędów spowodowanych czynnikami przedanalitycznymi w analizowanych w laboratorium próbkach materiału biologicznego.

• Wyjaśnić związek pomiędzy próbką materiału biologicznego a pacjentem, do którego ona należy, oraz udzielić odpowiedzi na trudne i wpływające na wynik badania laboratoryjnego czynniki związane z fazą przedlaboratoryjną.

• Wyjaśnić, w jaki sposób nieprzestrzeganie standardowych procedur operacyjnych pobierania materiału do badań może wpływać na jakość uzyskanych próbek biologicznych.

• Przeprowadzić edukację pacjentów oraz przedstawicieli zawodów medycznych w zakresie takiego przygotowania do badań, które pozwala na zminimalizowanie ryzyka błędów w fazie przedlaboratoryjnej.

• Omówić wykorzystanie sztucznej inteligencji i/lub robotyki w fazie przedanalitycznej badań laboratoryjnych oraz wymienić korzyści związane z bezpieczeństwem pacjenta w tym zakresie.

2.1.
Wstęp

„Medycyna to nauka o niepewności i sztuka prawdopodobieństwa”, jak mawiał wybitny kanadyjski lekarz William Osler [1].

Medycyna laboratoryjna jest coraz częściej uznawana za kluczową w procesie diagnostycznym i podnoszeniu jakości opieki zdrowotnej. Rzetelne diagnozy lekarskie zależą od dokładności i terminowości raportowania wyników badań laboratoryjnych. We współczesnej medycynie, ukierunkowanej na zapobieganie chorobom i opiekę spersonalizowaną, niezbędne jest stosowanie precyzyjnych testów laboratoryjnych, które umożliwiają wykrycie biomarkerów istotnych dla procesu diagnostyczno-terapeutycznego[3]. Laboratoria kliniczne dostarczają niezbędnych informacji do wczesnej diagnostyki (badania przesiewowe), monitorowania, profilaktyki i optymalnego doboru sposobu leczenia chorób człowieka. Postęp technologiczny umożliwił lepsze zrozumienie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw patofizjologii różnych schorzeń, co z kolei pozwoliło na bardziej precyzyjną identyfikację czynników ryzyka oraz podejmowanie skutecznych działań profilaktycznych. Dzięki postępom nauki możliwe stało się również wykrywanie biomarkerów wczesnej diagnozy oraz dostosowywanie strategii leczenia do indywidualnych potrzeb konkretnych pacjentów. Wyniki badań laboratoryjnych stanowią obecnie ponad połowę informacji dotyczących stanu zdrowia pacjenta, co wiąże się z koniecznością położenia większego nacisku na jakość i bezpieczeństwo usług laboratoryjnych.

W trosce o bezpieczeństwo pacjenta, medyczne laboratoria diagnostyczne na całym świecie starają się zapewnić najwyższą jakość świadczonych usług w jak najkrótszym czasie. Przełomem w poprawie jakości usług medycyny laboratoryjnej okazało się dążenie do ograniczenia błędów w fazie przedanalitycznej. Błędy te zostały po raz pierwszy opisane w latach 70. XX w. Zapoczątkowało to wieloletni nurt działań ukierunkowanych na poprawę jakości fazy przedanalitycznej poprzez standaryzację i/lub harmonizację wszystkich jej etapów. Początkowo inicjatywy te skupiały się głównie na poziomie lokalnym lub krajowym. W 2011 r. Europejska Federacja Chemii Klinicznej i Medycyny Laboratoryjnej (EFML, ang. European Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine) powołała do życia Grupę Roboczą ds. Fazy Przedanalitycznej (WG-PRE, ang. The Working Group for the Preanalytical Phase) oraz opublikowała dokument „Faza przedanalityczna”, w którym przedstawiła kilka istotnych zaleceń dotyczących różnych problemów przedanalitycznych. Jednym z głównych osiągnięć WG-PRE było opracowanie europejskiego konsensusu w sprawie pobierania krwi żylnej. Również czasopisma naukowe zaczęły żywo interesować się tymi zagadnieniami. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (CCLM) było jednym z pierwszych czasopism naukowych, które uznało znaczenie fazy przedanalitycznej oraz jej wpływ na jakość badań laboratoryjnych i bezpieczeństwo pacjenta. W ostatnich latach definicja fazy przedanalitycznej została rozszerzona, aby objąć obszary wymagające szczególnej uwagi w kontekście poprawy jej jakości. Kluczowe w tym zakresie jest wdrażanie strategii zapobiegających niewłaściwemu zlecaniu i wykorzystywaniu badań laboratoryjnych.

Oprócz wpływu na bezpieczeństwo pacjenta błędy przedanalityczne mogą powodować poważne obciążenie finansowe. Wyniki badania Organizacji Współpracy Gospodarczej i Rozwoju (OECD, ang. Organisation for Economic Cooperation and Development) wskazują, że 15% wydatków przeznaczonych na działalność szpitali w krajach OECD[4] jest związana z naprawą wszelkiego rodzaju działań niepożądanych [2].

2.2.
Ewolucja podejścia do jakości procesu diagnostycznego

Większość błędów w całym procesie uzyskania wyniku badania laboratoryjnego dotyczy fazy przedanalitycznej. Jednak świadomość tego faktu pojawiła się wśród osób związanych z medycyną stosunkowo niedawno. Jeszcze do lat 70. XX w. w procesie uzyskiwania wyniku skupiano się głównie na fazie analitycznej (czyli wszystkich działaniach związanych z prawidłowym wykonaniem oznaczenia). Walter Guder, uważany za twórcę koncepcji fazy przedanalitycznej, wykazał w latach 70., że pomimo wysokiej jakości procedur analitycznych wyniki badań mogą się różnić w zależności od czynników wpływających na próbki przed rozpoczęciem analizy [3]. W 1977 r. Statland i wsp. zaczęli posługiwać się terminem „przedanalityczny” [4]. W większości laboratoriów diagnostycznych rozpoczęto przygotowywanie i wdrażanie procedur minimalizujących niekorzystny wpływ czynników tej fazy na wyniki badań. Wciąż jednak koncentrowano się wyłącznie na procesach zachodzących bezpośrednio w medycznym laboratorium diagnostycznym. Z czasem rosła świadomość znaczenia właściwego przygotowania pacjenta, transportu oraz przechowywania próbek, jednak w centrum działań na rzecz zapewnienia jakości wciąż pozostawało samo badanie. Współcześnie zmodyfikowano tego rodzaju optykę, skupiając się na pacjencie – stąd celem wszelkich wysiłków poprawiających jakość procesu uzyskania wyników stało się zminimalizowanie błędów, które mogłyby skutkować opóźnieniem postawienia poprawnej diagnozy. Takie podejście zmienia utarty paradygmat, przesuwając uwagę z samego laboratorium na cały proces opieki nad pacjentem. Obecnie równie duży nacisk kładzie się na właściwe zlecanie badań oraz ich prawidłową interpretację – czyli na wszystkie działania, które w możliwie najprostszy i najszybszy sposób prowadzą do postawienia trafnej diagnozy i wdrożenia odpowiedniego leczenia.

Międzynarodowy Komitet Normalizacyjny opublikował w 2008 r. dokument
(ISO/TS 22367), który formalizuje dotychczasowe podejście do błędów laboratoryjnych, definiując błąd laboratoryjny jako „niewykonanie zaplanowanego działania zgodnie z zamierzeniem lub wykorzystanie niewłaściwego planu działania do osiągnięcia zamierzonego celu”. Błąd może: „występować w dowolnym etapie cyklu laboratoryjnego – od zlecenia badania do raportowania wyniku i odpowiedniej jego interpretacji, po działania związane z reakcją na występujące zakłócenia”. Ponadto, zgodnie z tą definicją, każde laboratorium powinno stosować procedury mające na celu:

• identyfikację procesów wysokiego ryzyka, w których potencjalny błąd może prowadzić do zagrożenia bezpieczeństwa pacjentów;

• wykrywanie rzeczywistych incydentów związanych z odstępstwami od ustalonych zasad;

• szacowanie i ocenę powiązanych czynników ryzyka dla bezpieczeństwa pacjenta;

• kontrolowanie czynników ryzyka;

• monitorowanie skuteczności podjętych działań naprawczych.

We wspomnianym dokumencie zwrócono szczególną uwagę na zwiększoną potrzebę dbałości o wykrywanie źródeł występowania błędów w procedurach i procesach laboratoryjnych oraz zdefiniowanie etapów szczególnie newralgicznych, podczas których prawdopodobieństwo wystąpienia błędu jest duże. Dzięki takiemu spojrzeniu możliwe jest wprowadzanie działań zapobiegawczych, zanim wystąpią jakiekolwiek zdarzenia niepożądane. Lepsze zrozumienie problematyki jakości w diagnostyce wiąże się z rosnącą świadomością, że błędy w medycynie laboratoryjnej stanowią jedynie część znacznie szerszego zjawiska, powszechnie określanego jako „błąd diagnostyczny”. W ten sposób jednoznacznie zintegrowano spojrzenie na błędy związane z działaniem laboratorium z problemami bezpieczeństwa pacjenta (ryc. 2.1).

Rycina 2.1.

Ewolucja postrzegania zagadnienia jakości badań laboratoryjnych oraz błędów diagnostycznych
(na podstawie Plebani, 2015 [5]).

2.3.
Wyzwania fazy przedanalitycznej

Błędy w fazie przedanalitycznej stanowią około 70% wszystkich błędów laboratoryjnych i można je podzielić na:

• błędy/problemy fazy przedanalitycznej przedlaboratoryjnej – związane z odpowiednim przygotowaniem pacjenta do badania, pobraniem i transportem próbek materiału biologicznego (patrz dalej tab. 2.1a);

• błędy/problemy fazy przedanalitycznej laboratoryjnej – związane z przygotowaniem, obróbką i przechowywaniem materiału biologicznego przed właściwą analizą (patrz dalej tab. 2.1b).

Do tej kategorii błędów można zaliczyć m.in. hemolizę odpowiadającą za większość odrzuconych próbek.

2.4.
Hemoliza jako kluczowy problem w fazie przedanalitycznej

Czynniki wywołujące hemolizę mogą pochodzić od pacjenta (hemoliza in vivo), mogą być spowodowane nieprawidłową techniką pobrania krwi, nieodpowiednim transportem, nieprawidłowym przygotowaniem próbek lub ich niewłaściwym przechowywaniem [6].

Zalecenia Grupy Roboczej ds. Fazy Przedanalitycznej (WG-PRE) Europejskiej Federacji Chemii Klinicznej i Medycyny Laboratoryjnej (EFLM), dotyczące postępowania z próbkami zhemolizowanymi, podkreślają konieczność weryfikacji ich jakości przed przystąpieniem do analizy laboratoryjnej. Rekomendowana jest automatyczna ocena obecności oraz stopnia hemolizy za pomocą wskaźnika hemolizy, HI (ang. H-index). Jest to możliwe dzięki funkcji wykrywania hemolizy poprzez fotometryczne oznaczanie jej nasilenia w próbkach surowicy i osocza, raportowane następnie jako H-index. W sytuacji gdy HI przekracza ustaloną granicę wpływu interferencji na wynik danego badania laboratoryjnego, wartość diagnostyczna tego wyniku może zostać zakwestionowana. Pomimo niezaprzeczalnego znaczenia dla uniknięcia negatywnego wpływu błędów związanych z hemolizą próbki na pacjenta – analityczna skuteczność szacowania HI w większości laboratoriów nie jest sprawdzana. Dodatkowym utrudnieniem są problemy z porównywalnością wyników oznaczania HI uzyskiwanych za pomocą dostępnych na rynku analizatorów biochemicznych, wykorzystujących różne platformy technologiczne o odmiennych specyfikacjach jakościowych. W rezultacie w dalszym ciągu brakuje standaryzacji w zakresie pomiaru wolnej hemoglobiny, tj. zdefiniowania konkretnych wartości odcięcia dla konkretnych metod oznaczania HI oraz wyraźnych wytycznych, czy wyniki próbek zhemolizowanych należy zgłaszać, czy też traktować jako próbki odrzucone. W przypadku braku możliwości oznaczenia HI zaleca się wizualną ocenę stopnia hemolizy poprzez porównanie barwy próbki ze skalą barwną, co wiąże się jednak z dodatkowymi trudnościami wynikającymi z dużego subiektywizmu takiej oceny.

Wyniki wskaźnika hemolizy powinny być przechowywane w laboratoryjnym systemie informatycznym oraz uwzględnione w raporcie laboratoryjnym. Dodatkowo wyniki HI należy przeliczyć na stężenie wolnej hemoglobiny w badanej próbce (g/l), a każde laboratorium powinno opracować standardowe procedury operacyjne (SOP), określające sposób postępowania z wynikami badań próbek zhemolizowanych.

2.5.
Wpływ czynników związanych z pacjentem na wyniki badań laboratoryjnych

Jednym z częstych błędów przedlaboratoryjnych jest nieprawidłowe przygotowanie pacjenta do badań laboratoryjnych. Nie tylko nadmierna aktywność fizyczna, stres oraz używki wpływają na uzyskane wyniki badań, lecz także przyjmowane przez pacjenta leki czy suplementy diety oraz interakcje między nimi a stosowaną dietą. Przykładem może być wpływ leków czy suplementów diety na wyniki stężenia hormonu tyreotropowego TSH (tyreotropiny) w surowicy krwi. Na wzrost stężenia TSH wpływają leki zwiększające jego syntezę (np. amiodaron) oraz hamujące syntezę hormonów tarczycy (np. tyreostatyki, lit, interferon α, aminoglutetymid, β-blokery w skojarzeniu z lewotyroksyną). Z kolei suplementacja witaminą D (szczególnie w grupie otrzymującej 100 000 IU/miesiąc) poprawia funkcję tarczycy u osób z eutyreozą i autoimmunologicznym zapaleniem tarczycy z rozpoznaniem hipowitaminozy D (< 30 ng/ml) [7]. Za spadek stężenia TSH w surowicy odpowiadają m.in. takie leki, jak dopamina, glikokortykoidy oraz oktreotyd, który wykazuje właściwości zbliżone do somatostatyny, hamuje działanie hormonu wzrostu (somatotropiny, GH) i odpowiedź przysadki związaną z uwalnianiem hormonu luteinizującego (lutropiny, LH) na stymulacyjne działanie gonadoliberyny (GnRH, ang. gonadotropin-releasing hormone) wydzielanej przez podwzgórze. Wykazano, że za spadek stężenia TSH w surowicy krwi pacjentów przyjmujących lewotyroksynę sodową (Levothyroxinum natricum, Euthyrox), odpowiadać może również palenie tytoniu [8, 9].

Podczas interpretacji wyników badań laboratoryjnych powinny zostać uwzględnione informacje dotyczące zażywanych przez pacjenta leków. Niejednokrotnie informacje tego typu są niezwykle przydatne dla laboratorium, które dzięki temu jest w stanie adekwatnie odnieść się do wykrytych nieprawidłowości i np. nie podejrzewać niespójności pomiarowych w sytuacji, w której obserwuje się wpływ leków czy suplementów diety na pomiary. Dlatego rekomenduje się, aby w prawidłowo uzupełnionym zleceniu na badania znalazły się również informacje o wszelkich farmaceutykach (w tym suplementach diety), które zażywa pacjent.

Stężenie TSH w surowicy krwi ulega również zmianom okołodobowym, osiągając najwyższą wartość w godzinach późnowieczornych oraz w nocy, a najniższe około południa [10]. Ważne jest zatem pobranie materiału do badań w odpowiednich godzinach – najczęściej rano, po nocnym odpoczynku.

Kolejnym przykładem wpływu pory dnia na wyniki badań laboratoryjnych jest ocena stężenia kortyzolu we krwi. Wydzielanie kortyzolu charakteryzuje się rytmem dobowym – najwyższe jego stężenia we krwi występują w godzinach porannych (6:00–8:00 rano), a najniższe około północy. W tym przypadku należy jeszcze pamiętać o wewnątrzosobniczej oraz międzyosobniczej zmienności wydzielania kortyzolu [11]. Warto mieć na uwadze, że samo monitorowanie zmian dobowych lub międzydniowych w wydzielaniu kortyzolu może mieć istotne znaczenie diagnostyczne. Wykazano, że duża zmienność stężenia kortyzolu z dnia na dzień może odzwierciedlać rozregulowanie osi podwzgórze–przysadka–nadnercza (HPA, ang. hypothalamic–pituitary–adrenal axis), a zmienność w wydzielaniu kortyzolu w ciągu dnia pozwala prognozować stan zapalny o niskim stopniu nasilenia. Wczesnym objawem nadczynności nadnerczy jest utrata zmienności dobowej stężenia kortyzolu, mimo że stężenie to nie jest jeszcze podwyższone. Na przykład u osób z zespołem Cushinga często występuje podwyższone stężenie kortyzolu nad ranem, bez późniejszego prawidłowego spadku (ryc. 2.2). Ma to duże znaczenie diagnostyczne zwłaszcza u osób starszych, u których naturalnie obserwuje się wysokie stężenie kortyzolu.

Rycina 2.2.

Dobowa zmienność wydzielania kortyzolu u osób zdrowych i chorych z zespołem Cushinga.

Materiałem biologicznym, w którym oznaczane jest stężenie kortyzolu są również włosy. Oszacowano, że ludzkie włosy rosną około 1 cm na miesiąc [12]. Dlatego odcinkowa ocena stężenia kortyzolu we włosach (oddzielnie w każdym centymetrze) może być przybliżoną miarą miesięcznej aktywności osi HPA odpowiadającej czasowi, w którym powstał dany fragment [13]. Należy jednak pamiętać, że stężenie kortyzolu można w sposób wiarygodny ocenić jedynie w odległości maksymalnie 6 cm od skóry głowy. Im dalej od cebulki włosa, tym mniejsze stężenie kortyzolu, co jest związane z dużym narażeniem końcówek włosów na czynniki stresowe [14]. Do czynników modyfikujących stężenie kortyzolu we włosach należą zabiegi pielęgnacyjne, tj. mycie szamponem, zabiegi chemiczne (np. rozjaśniacze) oraz promieniowanie UV [15]. Co więcej lokalizacja włosów na głowie również determinuje zmienność stężenia kortyzolu; w przypadku tylnego wierzchołka głowy zmienność ta jest najniższa w porównaniu z innymi lokalizacjami [16]. W związku z tym do badań zazwyczaj pobiera się 3-centymetrowy odcinek włosów z tylnej części wierzchołka głowy, możliwie jak najbliżej skóry. Taka próbka stanowi reprezentatywny materiał odzwierciedlający produkcję kortyzolu w ciągu ostatnich trzech miesięcy [13].

Najczęściej wykorzystywanym materiałem do oznaczenia stężenia kortyzolu jest surowica lub osocze krwi. Okazuje się jednak, że oznaczanie stężenia kortyzolu w ślinie cechuje się wyższą czułością i swoistością w kontekście wykrywania zaburzeń funkcjonowania osi podwzgórze–przysadka–nadnercza. Jest to związane z eliminacją dobowych wahań stężenia kortyzolu, jakie występują we krwi.

Znaczenie odpowiedniego przygotowania pacjenta do badania ilustruje przykład zaleceń dotyczących analizy nasienia, opracowanych przez Światową Organizację Zdrowia (WHO). Próbkę należy pobrać po minimum 2 dniach, a maksymalnie po 7 dniach abstynencji seksualnej. Badanie nasienia należy wykonać dwukrotnie. Liczba dni abstynencji seksualnej powinna być możliwie stała między kolejnymi badaniami. Pacjent powinien otrzymać jasne, pisemne i ustne instrukcje dotyczące pobrania próbki nasienia. Powinny one wskazywać wyraźnie, że próbka nasienia musi być kompletna, a każda strata jakiejkolwiek części próbki powinna być zgłoszona (patrz tab. 2.1a: rodzaj błędu dotyczący objętości/kompletności próbki nasienia). W formularzu zlecenia badania należy zapisać następujące informacje: imię i nazwisko, datę urodzenia i numer PESEL, okres abstynencji płciowej, datę i godzinę uzyskania próbki, kompletność próbki, wszelkie trudności w wytworzeniu próbki oraz datę i godzinę rozpoczęcia analizy nasienia. Materiał powinien zostać oddany drogą masturbacji do jałowego pojemnika z szerokim wlotem, wykonanego ze szkła lub tworzywa sztucznego, zatwierdzonego jako nietoksyczne dla plemników (patrz tab. 2.1a: procedura eliminacji błędu dotyczącego nieodpowiedniego pojemnika do pobrania nasienia). Pojemnik na próbkę należy przechowywać w temperaturze otoczenia, pomiędzy 20°C a 37°C, aby uniknąć dużych zmian temperatury, które mogą mieć wpływ na jakość nasienia po wytrysku. Pojemnik na materiał musi być opatrzony etykietą z danymi pacjenta, w tym numerem PESEL oraz datą i godziną uzyskania materiału [17].

Tabela 2.1a.

Błędy/problemy fazy przedanalitycznej przedlaboratoryjnej, ich wpływ na wyniki oznaczeń laboratoryjnych oraz procedury ich eliminacji

Rodzaj błędu [18]

Wpływ błędu na wyniki badań

Procedura eliminacji błędu. Wybrane przykłady poprawnych procedur laboratoryjnych

Udział procentowy poszczególnych rodzajów błędów [18]

Brak zlecenia

Brak możliwości wykonania badań.

Współpraca między osobami zaangażowanymi w opiekę nad pacjentem, elektroniczne zlecanie badań laboratoryjnych.

8,23%

Błąd w zleceniu

Problemy z integracją wyników pacjenta.

Opracowanie procedury zlecania badań laboratoryjnych, stosowanie algorytmów weryfikacji numeru PESEL.

0,56%

Brak pieczątek na zleceniu zewnętrznym

Przedłużenie czasu oczekiwania na wynik.

Podwójna kontrola, opracowanie procedury zlecania badań laboratoryjnych.

0,1%

Brak zatwierdzenia zlecenia

Przedłużenie czasu oczekiwania na wykonanie badania.

Wyznaczenie osoby odpowiedzialnej za weryfikację oraz zatwierdzanie danych wprowadzanych do laboratoryjnego systemu informatycznego.

17,46%

Brak rejestracji materiału

Brak możliwości wykonania badań, przedłużenie czasu oczekiwania na wykonanie badania.

Właściwa organizacja pracy.

4,45%

Błąd rejestracji (nieprawidłowy PESEL, nieprawidłowe nazwisko, nieprawidłowe badanie, nieprawidłowy oddział, nieprawidłowy ośrodek kosztów)

Problemy z integracją wyników pacjenta, problemy z rozliczeniem kosztów badań, przedłużenie czasu oczekiwania na wynik.

Laboratoryjny system informatyczny (LIS) sygnalizujący wprowadzenie błędnych lub niekompletnych danych.

2,12%

Niezgodność w identyfikacji pacjenta

Brak możliwości wykonania badań, przedłużenie czasu oczekiwania na wykonanie badania.

Opaski na rękę z kodem kreskowym w przypadku pacjentów hospitalizowanych.

Elektroniczne etykietowanie probówek powiązanych automatycznie z danymi pacjenta. Proces wypełniania zlecenia oraz opisywania probówek należy przeprowadzać w obecności pacjenta. Proces identyfikacji pacjenta powinien być oparty na metodzie otwartych pytań kierowanych do pacjenta oraz na wykorzystaniu minimum 2 identyfikatorów (jeden z nich to imię i nazwisko pacjenta, drugi np. numer PESEL) [19].

1,25%

Brak numeru PESEL/błędny numer PESEL/nieprawidłowy wiek pacjenta na skierowaniu

Przedłużenie czasu oczekiwania na wykonanie badania.

Niewłaściwy wiek pacjenta stanowi źródło błędu m.in. dla wyników badania nasienia. Całkowita liczba plemników oraz objętość nasienia zmniejsza się z wiekiem, stąd całkowita liczba plemników w nasieniu młodych i starszych mężczyzn może się różnić [20]. Również poziom kortyzolu we włosach istotnie różni się w zależności od wieku. Grupa dzieci w wieku od 7 miesięcy do 3 lat cechuje się wyższym poziomem kortyzolu we włosach niż grupa nastolatków. Grupa młodzieży wykazuje istotnie niższe wartości kortyzolu we włosach niż grupa dorosłych. Ponadto w grupie dorosłych mężczyzn wykazano istotnie wyższe wartości kortyzolu niż u kobiet [21, 22].

Podwójna identyfikacja pacjenta, weryfikacja tożsamości i wieku pacjenta, stosowanie algorytmów weryfikacji numeru PESEL.

0,75%

Nieprawidłowy wiek pacjenta na skierowaniu stanowi źródło błędu związanego z różnymi przedziałami wartości referencyjnych dla różnych przedziałów wiekowych większości parametrów morfologii krwi, co może generować błędy w interpretacji wyniku, błędną diagnozę, a także podjęcie działań terapeutycznych, które mogą zagrozić zdrowiu i życiu pacjenta. Do parametrów, których zakresy wartości referencyjnych zależne są od wieku, należą także: hemoglobina, TSH, fT4, ASPAT, ALAT, LDH, amylaza, bilirubina, cholesterol, triglicerydy, kreatynina, mocznik, kwas moczowy, glukoza, żelazo, magnez, fosforany, chlorki, wapń oraz CRP.

Pacjent źle przygotowany do badania (nadmierna aktywność fizyczna, stres, używki, leki)

Przyjmowanie posiłków przed badaniem może prowadzić do fałszywego zawyżenia poziomu takich analitów, jak: LDH, ASPAT, ALAT, CK, GGTP, WBC, kreatynina, glukoza, białko całkowite, cholesterol, TSH, a także zaniżenia poziomu RBC, hemoglobiny, żelaza,

Odpowiednio wczesne poinformowanie pacjenta o sposobie przygotowania się do badań laboratoryjnych.

Przygotowanie instrukcji dla pacjentów (pacjent powinien być na czczo przez 8–12 godzin, po nocnym odpoczynku, powinien unikać nadmiernego wysiłku fizycznego, palenia papierosów oraz spożywania alkoholu, kawy, cukru i mleka [23]).

0,5%

ferrytyny. Obfity posiłek przed pobraniem próbki krwi może prowadzić do wystąpienia lipemii, a to z kolei – spowodować uzyskanie fałszywie wysokiego poziomu cholesterolu w próbce oraz zakłócenia optycznych metod pomiaru innych parametrów biochemicznych.

Kofeina, cukier oraz mleko wpływają na wzrost poziomu glukozy i insuliny, a także nieprawidłowe wyniki krzywej cukrowej [23].

Leki, np. amiodaron, lit, interferon α, metadon oraz fenytoina, wpływają na wzrost poziomu TSH w surowicy. Za spadek poziomu TSH odpowiadać mogą glikokortykoidy, a także dopamina i androgeny [9]. Do leków, które mogą powodować podwyższenie surowiczego stężenia kortyzolu należą doustne leki antykoncepcyjne, estrogeny, kortyzon oraz spironolakton.

Stres fizyczny i emocjonalny może powodować wzrost stężenia kortyzolu we włosach.

Nieodpowiedni pojemnik do pobrania danego materiału biologicznego

Brak możliwości wykonania badań lub uzyskanie niewiarygodnych wyników badań laboratoryjnych, np. pojemniki testowe toksyczne dla plemników (bez certyfikatu), niejałowy pojemnik na badanie mikrobiologiczne moczu.

Starannie opracowane instrukcje oraz procedury dostępne w miejscu pobierania materiału do badań. Zapewnienie pacjentowi odpowiednich pojemników do pobierania materiału do badań (możliwość zakupu w miejscu pobierania materiału).

Przeprowadzenie procedury potwierdzenia zgodności naczyń do pobierania nasienia i sporządzenie raportu.

–

Potwierdzenie zgodności naczyń do pobierania nasienia polega na wybraniu kilku próbek nasienia o dużej koncentracji plemników i dobrej ruchliwości. Kolejno umieszczamy połowę każdej próbki nasienia w pojemniku uznanym za nietoksyczny (kontrola w stosunku do złego pojemnika na materiał), a drugą połowę w badanym pojemniku. Ocenie poddajemy ruchliwość plemników w odstępach godzinnych, w powtórzeniach, w temperaturze pokojowej lub w 37°C przez 4 godziny. Jeżeli w poszczególnych punktach czasowych nie ma różnic pomiędzy oceną kontrolną i testową (p > 0,05; w teście t dla par), uznajemy, że pojemniki testowe są nietoksyczne dla plemników i spełniają wymagania dotyczące pojemników przeznaczonych na pozyskiwanie nasienia [17].

Błąd w pobraniu materiału biologicznego (nieprawidłowa godzina pobrania – zmiana pozycji ciała pacjenta, niewłaściwy materiał)

Brak możliwości wykonania badań lub uzyskanie niewiarygodnych wyników badań laboratoryjnych (hemoliza, skrzep). Konieczność powtórnego pobrania materiału do badań – generowanie dodatkowych kosztów.

Rytm dobowy wpływa na stężenia TSH, kortyzolu, prolaktyny,

Zapewnienie pacjentom odpowiednich instrukcji przed pobraniem materiału oraz odpowiednie przeszkolenie osób zaangażowanych w procedury pobierania krwi. Przestrzeganie procedur dotyczących pobierania materiału do badań: pacjent powinien pozostać w tej samej pozycji przez co najmniej 15 minut przed pobraniem krwi do badań, dla większości badań materiał powinien być pobrany pomiędzy godziną 8:00 a 9:00 rano.

8,46%

aldosteronu, reniny, żelaza (poziom żelaza w surowicy może się zmieniać nawet o 30–50% w ciągu dnia [19]) oraz fosforanów [24].

W przypadku próbek nasienia czas potrzebny na pobranie próbki wpływa na jakość nasienia (dłuższy czas pobrania nasienia wykazuje ujemną korelację z progresją, ruchliwością oraz morfologią plemników), co ma szczególne znaczenie w technologii wspomaganego rozrodu (wykazano dodatnią korelację wskaźnika poronień z czasem pobrania próbki nasienia [25]).

Zmiana pozycji ciała pacjenta z leżącej na stojącą i odwrotnie wpływa na oznaczenia parametrów biochemicznych (wzrost stężenia białka, cholesterolu, wapnia, magnezu) oraz parametrów hematologicznych (wzrost RBC, WBC, hematokrytu) ze względu na oddziaływanie sił grawitacyjnych na krew [19]. Gwałtowana pionizacja ciała z pozycji leżącej prowadzi do ubytku wody i substancji drobnocząsteczkowych (wzrost poziomu cholesterolu i triglicerydów o 9%, zwiększone stężenia białka o 10%).

Wykorzystanie igieł o zbyt małej średnicy, wyciskanie krwi oraz energiczne mieszanie próbek mogą prowadzić do miejscowego uszkodzenia komórek, co skutkuje występowaniem pseudohiperkaliemii [19].

Błąd w pobraniu materiału biologicznego (nieprawidłowy antykoagulant, złe rozcieńczenie próbki, niewłaściwe wymieszanie próbki, niewłaściwe pojemniki do pobrania materiału)

Do błędów związanych z kontaminacją ze strony antykoagulantu, np. K2EDTA, należą: hiperkaliemia, hipokalcemia, spadek żelaza, wydłużony INR oraz efekt rozcieńczenia.

Zbyt mała objętość krwi pobranej na EDTA powoduje, oprócz błędnych wyników badań hematologicznych, nadmierne zahamowanie fosfatazy zasadowej stosowanej jako znacznik przeciwciał w testach immunochemicznych.

Napełnienie probówki z K2EDTA krwią do ½ objętości prawidłowego pobrania, co prowadzi do uzyskania stężenia 2,5 g/l (prawidłowo 1,5 g/l), powoduje, że nawet w natychmiastowo wykonanym rozmazie krwi obwodowej elementy morfologiczne są zniekształcone. Pobieranie krwi do strzykawek wiąże się z większym ryzykiem hemolizy.

System zamknięty pobierania krwi do badań: mniejsza zmienność wyników badań, mniejsze ryzyko hemolizy.

Każda probówka bezpośrednio po pobraniu powinna być odwrócona do góry dnem. Po zakończeniu pobierania materiału należy dokładnie wymieszać materiał z antykoagulantem poprzez odwrócenie probówek do góry dnem i powrót do pozycji wyjściowej. Czynność tę należy powtórzyć kilkukrotnie (w zależności od użytego antykoagulantu).

Niewłaściwe użycie stazy

Zaciśnięcie stazy utrzymuje efektywne ciśnienie filtracyjne we włośniczkach, w wyniku czego dochodzi do przesunięcia płynu i związków drobnocząsteczkowych z przestrzeni wewnątrznaczyniowej do śródmiąższowej. Niewłaściwe użycie stazy może prowadzić do uzyskania niewiarygodnych wyników badań laboratoryjnych (wzrost stężenia/aktywności: ALAT, ASPAT, LDH, ALP, bilirubiny, cholesterolu, triglicerydów; spadek stężenia: glukozy, mocznika, kreatyniny). Zastój żylny spowodowany długotrwałym zaciśnięciem opaski uciskowej (> 3 minut) powoduje wzrost stężenia albuminy, białka całkowitego oraz jonów wapniowych o około 12%. Zbyt długo zaciśnięta opaska uciskowa może prowadzić do miejscowego uszkodzenia komórek oraz wystąpienia pseudohiperkaliemii [19].

Weryfikacja przez osobę odpowiedzialną procedur dotyczących użycia stazy.

Opaskę uciskową należy założyć ciasno, 7–10 cm powyżej miejsca wkłucia. Należy zdjąć stazę natychmiast po uzyskaniu dostępu do żyły.

Niektóre testy krzepnięcia (np. kompleks trombina–antytrombina, fragment protrombiny 1 +  2) należy wykonywać bez użycia opaski uciskowej, aby nie doprowadzić do fałszywego zawyżenia wyników tych parametrów [26].

Zaleca się również wykorzystywanie urządzeń do transiluminacji w celu lepszego uwidocznienia żył przed pobraniem próbki [19].

–

Stosowanie niewłaściwej metody odkażania miejsca wkłucia

Użycie alkoholu jako środka odkażającego przy badaniu krwi na obecność alkoholu może prowadzić do fałszywego zawyżenia stężenia alkoholu w próbce.

Etanol występujący w środkach odkażających może również doprowadzić do rozerwania błony komórkowej krwinek czerwonych

Dezynfekcja powinna być przeprowadzona jałowym gazikiem ruchem okrężnym od środka miejsca wkłucia na zewnątrz, pokrywając obszar skóry o średnicy około 2 cm wokół miejsca wkłucia. Wytyczne zalecają jednoetapową procedurę przygotowania skóry. Pracownicy służby zdrowia powinni oczyścić skórę kombinacją glukonianu chlorheksydyny w stężeniu 2% oraz alkoholu izopropylowego w stężeniu 70%, pokrywając całą powierzchnię skóry środkiem

–

i późniejszej hemolizy próbki. W przypadku zastosowania jako środka odkażającego powidonu jodowanego może dojść do zanieczyszczenia pobranej próbki jodem, a w konsekwencji – uzyskania fałszywie zawyżonego stężenia potasu, fosforu oraz kwasu moczowego w badanej próbce [27].

dezynfekującym przez co najmniej 30 sekund. Odkażane miejsce należy następnie pozostawić do całkowitego wyschnięcia (około 30 sekund). Ważne jest, aby osoba pobierająca krew do badań nie dotykała zdezynfekowanego miejsca wkłucia; w razie dotknięcia zdezynfekowanego miejsca proces odkażania należy powtórzyć [27, 28]. Próbki krwi na posiew należy pobierać po zdezynfekowaniu miejsca wkłucia powidonem jodowanym [29].

Zbyt mała ilość materiału/
nieprawidłowa liczba próbek z badanym materiałem biologicznym

Nasienie: nieprawidłowe wyniki oceny całkowitej liczby i koncentracji plemników, dodatkowo nie da się scharakteryzować jakości nasienia mężczyzny na podstawie pojedynczej próbki nasienia. Zgodnie z rekomendacjami WHO w celu uzyskania danych dotyczących jakości nasienia konieczne jest przebadanie 2 lub 3 próbek nasienia [30].

Kał do oceny objętości pasożytów: możliwość uzyskania wyniku fałszywie ujemnego, gdy badana jest tylko jedna próbka materiału.

Zamknięte systemy pobierania krwi do badań.

Poinformowanie pacjenta o wymaganej ilości materiału do badań (mocz do badania ogólnego: 50–100 ml, mocz na posiew: 10–15 ml; kał: badania bakteriologiczne, wirusologiczne oraz mykologiczne – próbka wielkości orzecha laskowego, badania parazytologiczne – próbka wielkości orzecha włoskiego, stolec w postaci płynnej, wodnistej – próbka o objętości 2–3 ml; nasienie: do analizy należy przekazać cały ejakulat).

2,6%

Zanieczyszczenie próbek

Uzyskanie fałszywie dodatnich wyników posiewów mikrobiologicznych.

W przypadku niezachowania właściwej kolejności pobierania próbek krwi do badań może dojść do zanieczyszczenia próbek krwi antykoagulantem znajdującym się w probówce, np. zanieczyszczenie próbki EDTA może prowadzić do wystąpienia fałszywej hiperkaliemii (wzrost stężenia jonów potasowych) oraz hipokalcemii (obniżenie stężenia jonów wapniowych), wtórnej do efektu chelatującego EDTA [19].

Właściwa kolejność pobierania próbek krwi do badań, stosowanie właściwej metody odkażania miejsca wkłucia, stosowanie szczelnych pojemników na próbki, zapewnienie właściwych warunków transportu materiału do badań.

0,23%

Hemoliza

W zhemolizowanych próbkach krwi obserwuje się wzrost stężenia/aktywności: ASPAT, ALAT, CK, LDH, lipazy, kreatyniny, mocznika, Fe, Mg, P, K, oraz obniżenie stężenia/aktywności: ALP, GGTP, bilirubiny, Cl oraz Na.

Uwolniona z erytrocytów hemoglobina może interferować z pomiarami spektrofotometrycznymi.

Nadzór pracowników doświadczonych w pobieraniu krwi nad osobami zaczynającymi pracę w punkcie pobrań materiału do badań.

Starannie opracowane instrukcje oraz procedury dostępne w miejscu pobierania materiału do badań. Stosowanie zamkniętego systemu pobierania krwi do badań, właściwe wykorzystanie opaski uciskowej, wybór igły o odpowiedniej średnicy (rekomenduje się przekrój 0,9 mm, cieńsze igły nasilają hemolizę), unikanie zbyt intensywnego mieszania próbek [31–33].

Wpływ hemolizy na wyniki badań można zminimalizować poprzez wybór metody, na którą nie ma ona wpływu, np. wybór drugiej długości fali z odpowiednią procedurą pomiaru wartości tła.

27,84%

Skrzep

Niemożność wykonania oznaczeń, do których wykorzystuje się krew pełną, np. morfologii krwi.

Powstały w probówce skrzep ma wpływ na wszystkie parametry morfologii krwi, a w szczególności: spadek liczby krwinek czerwonych, płytek krwi, leukocytów, a także obniżenie stężenia hemoglobiny i wartości hematokrytu. Zaburzony jest również udział procentowy krwinek białych. Skrzep w probówce uniemożliwia oznaczenie parametrów krzepnięcia.

Przestrzeganie zaleceń producenta dotyczących wymieszania próbki z antykoagulantem. Próbkę krwi pobraną do probówki z EDTA lub heparyną należy wymieszać około 8–10 razy w celu prawidłowego połączenia się krwi z antykoagulantem [28].

Lipemia

Lipemia wpływa na wyniki pomiarów z użyciem elektrod jonoselektywnych i może doprowadzić do pojawienia się pseudohiponatremii (obniżenie stężenia jonów sodowych).

Interferencja lipemii w pomiarach spektrofotometrycznych (przesunięcie wody, niejednorodna zawiesina) wpływa na pomiary parametrów biochemicznych: wzrost stężenia/aktywności glukozy, cholesterolu, triglicerydów, kwasu moczowego, LDH, ASPAT, ALAT oraz kreatyniny [31].

Poinformowanie pacjenta o sposobie przygotowania się do badań laboratoryjnych, w szczególności o konieczności powstrzymania się od spożywania posiłków 8–12 godzin przed badaniem. W przypadku pacjenta z hiperlipidemią informacja ta powinna znaleźć się na zleceniu badań laboratoryjnych.

W celu usunięcia nadmiaru lipidów do próbki można dodać substancję usuwającą lipidy (możliwe interferencje z pomiarami biochemicznymi), próbkę można również poddać procesowi ultrawirowania, a następnie ręcznego usunięcia warstwy lipidów (wymagany specjalistyczny sprzęt). Przeprowadzenie analizy we krwi pełnej w analizatorze parametrów krytycznych (gazometria) natychmiast po pobraniu próbki [31].

Bilirubinemia (ikteria)

Stężenie bilirubiny < 10 g/dl nie wpływa znacząco na wyniki testów laboratoryjnych.

Wyższe stężenia bilirubiny wpływają na wyniki badań laboratoryjnych w dwojaki sposób: poprzez interferencje widmowe (przy odczytach dla długości fal 450–460 nm) oraz poprzez wchodzenie w reakcje chemiczne z odczynnikami testowymi. Bilirubina wpływa na pomiary kreatyniny metodą Jaffego, gdyż pomiar absorbancji powstałego kompleksu odbywa się przy długości fali odpowiadającej jej szczytowi absorbancji. Właściwości widmowe bilirubiny zakłócają również wyniki pulsoksymetrii oraz pomiary methemoglobiny.

Pod względem chemicznym bilirubina zakłóca reakcje sprzężone z peroksydazą, np. wykorzystywane do oznaczenia cholesterolu całkowitego, triglicerydów oraz kwasu moczowego [29, 34].

Wraz ze wzrostem stężenia bilirubiny spada stężenie kwasu foliowego w próbce.

W przeciwieństwie do lipidów bilirubiny nie można usunąć z surowicy/osocza. Rozwiązaniem w przypadku próbek ikterycznych jest ich rozcieńczenie w celu zmniejszenia stężenia bilirubiny poniżej progu interferencji w testach laboratoryjnych. Może to jednak powodować problemy w przypadku niektórych testów bez zatwierdzonych protokołów rozcieńczeń lub w przypadkach, w których dolna granica oznaczalności jest wygórowana. Laboratoria powinny zawsze weryfikować ustalone przez producenta progi zakłóceń ikterycznych [34].

–

Nieopisana próbka materiału biologicznego

Brak możliwości wykonania badań.

Opisanie pojemnika z materiałem biologicznym bezpośrednio przed lub po pobraniu. Wykorzystanie systemu kodów kreskowych.

0,9%

Niewłaściwe warunki przechowywania i transportu materiału biologicznego

Stężenia glukozy oraz bilirubiny spadają odpowiednio o około 2,3% i 5,7% na godzinę. Jeżeli próbka krwi nie zostanie dostarczona do laboratorium w ciągu 4 godzin od pobrania, fałszywie zaniżone wyniki stężeń glukozy i bilirubiny mogą istotnie wpłynąć na postawioną diagnozę oraz leczenie pacjenta [35].

Szczelne zamknięcie probówek i pojemników na próbki, zapewnienie odpowiednich zbiorczych pojemników transportowych, transport materiału w odpowiedniej temperaturze, przestrzeganie czasu transportu, ograniczenie dostępu światła.

Laboratorium musi posiadać opracowaną procedurę monitorowania czasu i warunków przechowywania materiału do badań, a także określone limity czasu od pobrania do analizy próbki dla wszystkich materiałów biologicznych.

Krew: Próbka pobrana do badań układu krzepnięcia powinna być transportowana do badań w temperaturze pokojowej. Niedopuszczalny jest transport próbek w temperaturze < 4°C oraz > 30°C. Prawidłowy czas od pobrania materiału do analizy: < 2 godzin. Błąd pojawia się, jeśli czas od pobrania do wykonania badań układu krzepnięcia wynosi > 4 godzin.

Czas od pobrania do odwirowania: PT do 4 godzin, APTT, zwłaszcza przy leczeniu heparyną, do 1 godziny [36].

–

Włosy: Próbki włosów powinny być przechowywane w suchym, ciemnym miejscu w temperaturze pokojowej, z dala od bezpośredniego narażenia na światło słoneczne, w przygotowanym do tego celu zestawie do pobierania, wyposażonym w kopertę, folię aluminiową z taśmą malarską oraz kopertę transportową.

Nasienie: Próbki nasienia należy przechowywać w temperaturze ciała lub w temperaturze 25°C.

ALP – fosfataza alkaliczna; ALAT – aminotransferaza alaninowa; APTT – czas kaolinowo-kefalinowy; ASPAT – aminotransferaza asparaginowa; CK – kinaza kreatynowa; CRP – białko C-reaktywne; fT4 – wolna tyroksyna; GGTP – gamma-glutamylotranspeptydaza; INR – znormalizowany czas protrombinowy; LDH – dehydrogenaza mleczanowa; PT – czas protrombinowy; RBC – liczba krwinek czerwonych; TSH – hormon tyreotropowy; WBC – liczba krwinek białych

Tabela 2.1b.

Błędy/problemy fazy przedanalitycznej laboratoryjnej, ich wpływ na wyniki oznaczeń laboratoryjnych oraz procedury ich eliminacji

Rodzaj błędu [18]

Wpływ błędu na wyniki badań

Procedura eliminacji błędu

Udział procentowy poszczególnych rodzajów błędów [18]

Przypisanie niewłaściwego materiału biologicznego do danego zlecenia

Błędne przypisanie w laboratoryjnym systemie informatycznym (LIS) próbki do zleconego badania, brak możliwości wykonania badań lub przedłużenie czasu oczekiwania na wynik.

Wykorzystanie systemu kodów kreskowych. Sygnalizacja w LIS o błędnym przypisaniu materiału do zlecenia.

19,77%

Niewłaściwe warunki wirowania

Zbyt wczesne wirowanie próbki po pobraniu może spowodować, że powstała surowica będzie miała konsystencję galaretowatą lub włóknistą (obecność fibrynogenu oraz fibryny). Próbkę należy

wówczas ponownie zwirować, co może spowodować rozerwanie krwinek czerwonych oraz zmiany stężeń analizowanych parametrów biochemicznych na skutek hemolizy.

Zbyt wysoka względna siła odśrodkowa wirowania (RCF), a także nieprawidłowy czas oraz temperatura wirowania mogą doprowadzić do rozerwania krwinek czerwonych i wzrostu stężenia wolnej hemoglobiny w próbkach (hemoliza) [37].

W przypadku próbek krwi pobranych „na skrzep” ważne jest, aby próbka całkowicie skrzepła przed wirowaniem i dalszymi etapami. Probówki z krwią należy pozostawić na około 45–60 minut po pobraniu. W przypadku probówek zawierających żel separujący oraz czynnik przyspieszający krzepnięcie

wymagany czas do zakończenia procesu wykrzepiania krwi wynosi około 30 minut. Próbki krwi pobrane od pacjentów przyjmujących antykoagulanty mogą wymagać dłuższego czasu. Wykrzepianie powinno zachodzić w temperaturze pokojowej, w zamkniętych, ustawionych pionowo w statywie probówkach.

Próbki osocza nie wymagają żadnego czasu oczekiwania, mogą być zwirowane zaraz po pobraniu, co skraca czas oczekiwania na wynik. Zalecany czas wirowania dla uzyskania surowicy i osocza do badań biochemicznych i immunochemicznych wynosi 8 minut przy względnej sile odśrodkowej wirowania (RCF) 2000 × g oraz 15 minut przy RCF 1500 × g dla uzyskania osocza do badań koagulologicznych [28]. Rekomendowana temperatura wirowania próbek to 20–22°C, jeżeli producent testu nie określa inaczej. Zalecane jest więc stosowanie wirówek z możliwością kontroli temperatury wirowania.

–

Zbyt późne oddzielenie surowicy lub osocza od elementów morfotycznych

Podczas przechowywania próbki krwi nieodwirowanej (bez oddzielenia elementów morfotycznych od surowicy lub osocza) brak aktywności pompy Na-K-ATP w krwinkach czerwonych wpływa na przenikanie jonów K+ z wnętrza komórek oraz wnikanie jonów Na+ do wnętrza komórek (zgodnie z gradientem stężeń). Uzyskane wyniki laboratoryjne mogą wskazywać wówczas na występowanie hiperkaliemii oraz hiponatremii. Dodatkowo krwinki czerwone zużywają glukozę, co może prowadzić do fałszywego zaniżenia stężenia glukozy w próbce badanej [35].

Przestrzeganie dopuszczalnego czasu transportu materiału do badań. Wymagane jest, aby próbka krwi pełnej została zwirowana w ciągu 2 godzin od pobrania w celu oddzielenia surowicy lub osocza od krwinek czerwonych. Po separacji próbka będzie stabilna w temperaturze pokojowej przez 8 godzin i do 48 godzin w temperaturze 2–4°C.

Po 48 godzinach próbkę surowicy należy zamrozić w temperaturze –20°C [19].

Do oznaczenia glukozy stosować probówki z antykoagulantem oraz inhibitorem glikolizy.

–

Awaria systemu informatycznego

Przedłużenie czasu oczekiwania na wynik, brak możliwości terminowego wykonania oznaczenia.

Zapewnienie możliwości pracy z pominięciem systemu informatycznego.

–

Awaria zasilania
(energia elektryczna, woda)

Przedłużenie czasu oczekiwania na wynik, brak możliwości terminowego wykonania oznaczenia.

Wykorzystanie zastępczych generatorów prądotwórczych oraz źródeł wody.

–

LDH – dehydrogenaza mleczanowa

2.6.
Regulacje prawne dotyczące jakości w laboratoriach medycznych

Podstawowym aktem prawnym regulującym zasady rządzące wszystkimi aspektami działania laboratoriów diagnostycznych jest Ustawa z dnia 15 września 2022 r. o medycynie laboratoryjnej (Dz.U. 2022, poz. 2280). Informacje zawarte w tego typu aktach prawnych zwykle są dosyć ogólne, dlatego szczegółowe kwestie są doprecyzowywane w rozporządzeniach stanowiących akty wykonawcze do ustawy. Problemy jakości badań laboratoryjnych, w tym fazy przedanalitycznej, stanowią jedno z zagadnień poruszanych w rozporządzeniu Ministra Zdrowia w sprawie standardów jakości dla medycznych laboratoriów diagnostycznych i mikrobiologicznych. W związku z wejściem w życie 10 grudnia 2022 r. nowelizacji ustawy o medycynie laboratoryjnej uchylono dotychczas obowiązujące Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 23 marca 2006 r. w sprawie standardów jakości dla medycznych laboratoriów diagnostycznych i mikrobiologicznych. Decyzja o uchyleniu ww. rozporządzenia miała charakter jedynie formalny – ustawa potrzebowała nowych aktów wykonawczych. Trwają prace legislacyjne nad aktualnymi przepisami, ale do tej pory (maj 2025) Minister Zdrowia nie wydał rozporządzenia, które mogłoby zastąpić to wygasłe. W myśl zasady, według której akty niższego rzędu (np. rozporządzenia) muszą być zgodne z aktami prawnymi wyższego rzędu (np. ustawami), poddano ponownej analizie prawnej wspomniane rozporządzenie z dnia 23 marca 2006 r. razem z późniejszymi zmianami. Po stwierdzeniu jego zgodności z ustawą o medycynie laboratoryjnej nakazano kierowanie się wytycznymi z uchylonego dokumentu przez kolejne 12 miesięcy. W tym czasie najprawdopodobniej zostaną zakończone prace nad nowym dokumentem prawnym i wejdzie on w życie, zastępując ten uchylony. Priorytetowo zostały potraktowane zagadnienia dotyczące parametrów krytycznych. Dostępne jest Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 23 października 2023 r. w sprawie standardów organizacyjnych badań laboratoryjnych parametrów krytycznych wykonywanych w materiale biologicznym, umożliwiających podjęcie szybkiej decyzji terapeutycznej (Dz.U. 2023, poz. 2307).

Wymagania dotyczące fazy przedlaboratoryjnej ujęte zostały także w normach ISO (nazwa wywodzi się od greckiego słowa isos – znaczącego „równy”) – dokumentach stworzonych przez Międzynarodową Organizację Normalizacyjną, która w naszym kraju jest reprezentowana przez Polski Komitet Normalizacyjny.

Podstawowym dokumentem Międzynarodowej Organizacji Normalizacyjnej określającym wymagania dla laboratoriów świadczących usługi diagnostyczne jest norma PN-EN ISO 15189:2017 z późniejszymi zmianami dotycząca wymagań akredytacyjnych dla laboratoriów medycznych (PN-EN ISO 15189:2023-02). Zawiera ona wytyczne w sprawie zarządzania jakością w laboratoriach medycznych, obejmujące różne jego aspekty, w tym: kompetencje personelu, zagadnienia związane z analizą próbek, prowadzeniem dokumentacji oraz raportowaniem wyników, koniecznością audytów wewnętrznych i ciągłego kształcenia się personelu, wymagań dotyczących wykorzystywanego sprzętu medycznego oraz lokalu, w którym znajdują się pomieszczenia laboratoryjne.

Normy PN-EN ISO 15189 nakładają na laboratoria obowiązek tworzenia dokumentacji dotyczącej wszelkich procedur obejmujących czynności wykonywane w medycznych laboratoriach diagnostycznych, a także szczegółowo opisują, jakie informacje powinny się w niej znaleźć.

W sekcji dotyczącej tzw. procesów przedanalitycznych znajdują się m.in. wskazówki dotyczące:

• prawidłowo uzupełnionego skierowania na badania (jakie dane powinny być w nim ujęte; tab. 2.2);

• informacji, które powinny być zawarte w instrukcjach dotyczących czynności przed pobraniem próbek materiału biologicznego do badań (takich jak: liczba probówek niezbędnych do wykonania danego badania, pora dnia, w której należy pobrać próbkę, sposób weryfikacji przygotowania pacjenta do badania itp.);

• stworzenia instrukcji dotyczących pobrania próbek do badań (np. opis, jaki antykoagulant jest odpowiedni do danego oznaczenia);

• stworzenia instrukcji dotyczących czynności wykonywanych po pobraniu próbek materiału biologicznego do badań (np. sposobu mieszania próbki z antykoagulantem, bezpiecznej utylizacji materiałów używanych do pobierania próbek);

• stworzenia instrukcji dotyczącej transportu próbek do miejsca wykonywania badań (informacje dotyczące temperatury, czasu, jaki może upłynąć od pobrania do oznaczenia, itp.);

• stworzenia instrukcji przyjmowania próbek w laboratorium (powinna zawierać m.in. wskazówki dotyczące sprawdzenia, czy próbka jest jednoznacznie oznakowana i możliwa do powiązania z konkretnym pacjentem, kontroli jej jakości oraz szczegółowe kryteria odrzucenia próbki itp.).

Zagadnienia związane z samym pobieraniem próbek, ich transportem i kolejnymi etapami laboratoryjnej fazy przedanalitycznej bardziej szczegółowo zostały ujęte w dokumencie stworzonym w oparciu o normę ISO 20658:2023: „Laboratoria medyczne – wymagania dotyczące pobrania, transportu, odbioru i obsługi próbek”. Dokument opisuje kluczowe wymagania, jakie powinno spełniać laboratorium w zakresie pobierania, transportu, odbioru i obsługi próbek w warunkach normy PN-EN ISO 15189.

Tabela 2.2.

Informacje, które powinny się znaleźć w prawidłowo wypełnionym zleceniu na badania według normy PN-EN ISO 15189

Identyfikacja pacjenta

Imię i nazwisko, płeć, data urodzenia, adres zamieszkania/dane kontaktowe (najczęściej nr telefonu), niepowtarzalny identyfikator (w polskich warunkach jest to najczęściej nr PESEL; laboratorium powinno również zaproponować alternatywny numer dla obcokrajowców – np. nr paszportu).

Dane personelu medycznego/placówki medycznej

Imię i nazwisko lekarza lub innej osoby upoważnionej do zlecania badania.

Dane (adres, nr telefonu) placówki medycznej, która jest odbiorcą wyniku.

Imię i nazwisko osoby pobierającej próbkę.

Informacje dotyczące próbki

Rodzaj próbki pierwotnej oraz (jeśli jest to istotne) anatomiczne pochodzenie próbki (np. krew kapilarna pobrana z palca).

Datę i (jeśli jest to potrzebne) czas pobrania próbki.

Datę i czas dostarczenia próbki do laboratorium.

Inne

Zlecone badania.

Tryb wykonywania badania (cito/rutynowe).

Informacje medyczne dotyczące pacjenta, które są istotne z punktu widzenia wykonania badania oraz laboratoryjnej interpretacji wyniku badania laboratoryjnego rozumianej jako zbiór komentarzy i informacji umieszczanych (przez osobę uprawnioną do samodzielnego wykonywania czynności medycyny laboratoryjnej, o których mowa w art. 3 Ustawy z dnia 15 września 2022 r. o medycynie laboratoryjnej) na wyniku badania laboratoryjnego.

Kolejnym dokumentem wpisującym się w obowiązujące regulacje jest norma ISO 6710:2017, która zawiera szczegółowe wymagania dotyczące probówek do pobierania krwi, m.in. określa, jakie informacje powinny znaleźć się na etykiecie, w jaki sposób powinien być oznakowany poziom zapewniający pobranie wymaganej objętości krwi, jaka powinna być prawidłowa objętość dodawanego antykoagulantu, jakie kolory korków odpowiadają konkretnemu przeznaczeniu probówki itp. Znajduje się tu również opis metod służących do oceny jakości wspomnianych probówek.

Z kolei przepisy prawa i wytyczne normy ISO 17025:2005 dotyczą nadzoru nad próbką i jej transportem, co decyduje o spełnianiu lub niespełnianiu wymagań akredytacyjnych. W treści normy pojawia się zapis: „powinny istnieć procedury dotyczące transportu, przyjmowania, oznaczania (identyfikacji), przechowywania […] próbek”. Transport próbek stanowi zatem jeden z pierwszych krytycznych momentów, decydujących o dalszych etapach procesu analitycznego oraz o wyniku końcowym.

W przywołanej normie nie zawarto jednak dokładnych wskazówek dotyczących postępowania z próbką, pozostawiając szczegóły nadzoru badaczowi. Ogólny charakter tego zapisu pozostawia pewną dowolność, umożliwiając wybór różnych form zabezpieczenia materiału biologicznego przed zniszczeniem, pomieszaniem i zanieczyszczeniem – zarówno podczas badań, przechowywania, jak i transportu. Skutkuje to tym, że próbki są nierzadko przewożone w niewłaściwych warunkach, co może częściowo, a nawet całkowicie zmienić ich właściwości. Co więcej, czas transportu często przekracza dopuszczalny limit dla danej próby – np. okres półtrwania analitu lub czas, po którego upływie gwałtownie wzrasta ryzyko degradacji kwasów nukleinowych i białek. Wiele laboratoriów nadal wysyła materiał biologiczny środkami transportu publicznego, takimi jak komunikacja miejska czy poczta. Dodatkowym problemem jest brak odpowiedniego oznakowania próbek oraz pojemników, co może prowadzić do ich pomieszania.

Uzyskanie akredytacji[5] potwierdzającej wdrożenie norm ISO to proces bardzo wymagający i czasochłonny. Wymaga on m.in. stałego udziału w programach badania biegłości (PT) i porównań międzylaboratoryjnych (ILC)[6] które służą ocenie jakości i porównywalności wyników między różnymi laboratoriami. Ze względu na wysokie wymagania organizacyjne i finansowe tylko nieliczne polskie laboratoria mogą się taką akredytacją poszczycić. Oczywiście nie znaczy to, że w laboratoriach, które nie posiadają akredytacji, proces dbania o jakość procesu analitycznego na wszystkich jego etapach jest zaniedbywany! Pomimo braku dokumentów potwierdzających działania zgodnie z normami ISO większość laboratoriów wdraża je do swojej rutynowej praktyki. Ponadto każde laboratorium zobowiązane jest do stosowania się do naszych rodzimych ustaw i rozporządzeń, w myśl których kładzie się ogromny nacisk na aspekty związane z jakością pracy.

Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 23 marca 2006 r. w sprawie standardów jakości dla medycznych laboratoriów diagnostycznych i mikrobiologicznych zawiera również szczegółowe informacje dotyczące pobierania i przechowywania krwi na potrzeby oznaczenia konkretnego analitu. Tabela zawarta w dokumencie przedstawia zalecenia dotyczące rodzaju materiału biologicznego (surowica, osocze, krew pełna), odpowiedniego antykoagulantu do pobrania próbki, biologicznego okresu półtrwania oznaczanego analitu, konieczności zastosowania stabilizatora oraz czasu stabilności analitu podczas przechowywania w różnych zakresach temperatur. Zostały w niej umieszczone również dodatkowe informacje, które gwarantują zapewnienie jak najlepszych warunków fazy przedanalitycznej (tab. 2.4).

Tabela 2.3.

Zalecenia dotyczące pobierania wybranych próbek materiału biologicznego do badań na podstawie odpowiednich rekomendacji

Rodzaj materiału

Na podstawie dokumentu

Zalecenia dotyczące pobrania próbki

Mocz – badanie ogólne

Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 23 marca 2006 r. w sprawie standardów jakości dla medycznych laboratoriów diagnostycznych i mikrobiologicznych

• Z pierwszej porannej mikcji.

• Po wypoczynku nocnym.

• Na czczo.

• Przy zachowaniu dotychczasowej diety.

• Przed leczeniem lub po ewentualnym odstawieniu leków mogących wpływać na poziom mierzonego składnika, o ile nie zaburza to procesu terapeutycznego.

Krew do badań rutynowych

• Po wypoczynku nocnym.

• Na czczo.

• Przy zachowaniu dotychczasowej diety.

• Przed leczeniem lub po ewentualnym odstawieniu leków mogących wpływać na poziom mierzonego składnika, o ile nie zaburza to procesu terapeutycznego.

Krew do badań układu krzepnięcia

Procedury pobrania krwi do badań opracowane przez Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) [38]

• Po wypoczynku nocnym, w godzinach 7:00–9:00 rano.

• Na czczo przez 8–12 godzin.

• Pacjent nie powinien palić tytoniu około 30 minut przed pobraniem krwi.

• Odradza się spożywanie kofeiny w ciągu 2 godzin przed pobraniem próbki.

• Nie należy pobierać próbek od pacjentów po spożyciu posiłku o dużej zawartości tłuszczu.

• Nie zaleca się aktywności fizycznej w ciągu 2 godzin przed pobraniem próbki.

• Bezpośrednio przed pobraniem próbki zaleca się pacjentowi krótki (około 5-minutowy) odpoczynek.

Tabela 2.4.

Wymagania dotyczące pobierania i przechowywania próbek dla wybranych parametrów diagnostycznych (zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Zdrowia z 23 marca 2006 r.)

Analizowany parametr

Rekomendowana próbka

Stabilność analitu

Stabilizator

Komentarz

Amoniak

Osocze wersenianowe lub krew pełna pobrana na heparynę

We krwi pełnej (20–25oC): 15 min (EDTA)

W osoczu:

–20oC: 3 tyg.

4–8oC: 2 h

20–25oC: 15 min

Seryna 5 mM + boran 2 mM

Nie stosować heparyny amonowej, możliwe zanieczyszczenie próbki ze względu na obecność amoniaku w pocie.

Bilirubina związana

Surowica oraz osocze pobrane na EDTA, heparynę lub cytrynian

We krwi pełnej (20–25oC): niestabilna

W osoczu:

–20oC: 6 min

4–8oC: 7 min

20–25oC: 2 dni

–

> 8 h – przechowywać bez dostępu światła.

Estradiol

Surowica; opcjonalnie osocze
(na heparynę lub EDTA) – dla systemów ORTHO-Clinical Diagnostics (Vitros)

We krwi pełnej (20–25oC): 1 dzień

W surowicy:

–20oC: 1 rok

4–8oC: 3 dni

20–25oC: 1 dzień

–

–

Hemoglobina glikowana (HbA1C)

Krew pełna pobrana na EDTA

We krwi pełnej (20–25oC): 3 dni

–

Oznaczenie w hemolizacie.

Wapń całkowity

Surowica lub osocze heparynizowane

We krwi pełnej (20–25oC): 2 dni

W surowicy:

–20oC: 8 min

4–8oC: 3 tyg.

20–25oC: 7 dni

–

–

Zapewnienie jak najlepszej jakości próbki i czuwanie nad wszystkimi aspektami fazy przedanalitycznej jest zadaniem wymagającym. Personel medyczny, w tym diagności laboratoryjni, pielęgniarki i lekarze, często mierzy się z wyzwaniami, takimi jak: konieczność udzielenia pacjentowi szczegółowych instrukcji dotyczących przygotowania do badania, a także – w przypadku naruszenia zasad fazy przedanalitycznej – podjęcia decyzji o odesłaniu pacjenta, odrzuceniu próbki lub odmowie wykonania określonych analiz.

Aby uniknąć błędów fazy przedlaboratoryjnej i zapewnić najlepszą jakość świadczonych usług, każde laboratorium powinno – zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Zdrowia z dnia 23 marca 2006 r. w sprawie standardów jakości dla medycznych laboratoriów diagnostycznych i mikrobiologicznych (z późn. zm.) opracować własne procedury dotyczące zlecania, pobierania, transportu, przyjmowania oraz przechowywania materiału biologicznego do badań. W załącznikach do ww. rozporządzenia określone zostały szczegółowe wytyczne dotyczące wspomnianych czynności medycyny laboratoryjnej.

Jednak nie wszystkie informacje potrzebne do skutecznego zarządzania wyzwaniami fazy przedanalitycznej znajdują się w aktach prawnych, takich jak ustawy, rozporządzenia czy normy ISO. Niektóre etapy fazy przedlaboratoryjnej stały się przedmiotem prac specjalnych zespołów międzynarodowych towarzystw naukowych. Na szczególną uwagę zasługuje tutaj (wspomniana wcześniej) powstała w 2013 r. Grupa Robocza ds. Fazy Przedanalitycznej (WG-PRE), działająca przy Europejskiej Federacji Chemii Klinicznej i Medycyny Laboratoryjnej (EFLM). Eksperci pracujący w ramach tej grupy badają zagadnienia związane z problemami fazy przedanalitycznej, stawiając sobie za cel przede wszystkim:

• Promowanie znaczenia zapewnienia jakości w fazie przedanalitycznej.

• Opracowywanie rekomendacji dotyczących działań zapewniających najwyższą jakość fazy przedanalitycznej.

• Opracowywanie i rozpowszechnianie europejskich badań ankietowych dotyczących wdrażanych procedur zapewniających najwyższą jakość fazy przedanalitycznej.

• Organizowanie spotkań, warsztatów, webinarów lub specjalistycznych szkoleń dotyczących zagadnień fazy przedanalitycznej.

W trakcie opracowywania procedur dotyczących wszelkich aspektów tego etapu procesu diagnostycznego wskazane jest posiłkowanie się wiedzą zgromadzoną przez różne grupy ekspertów oraz opublikowaną w postaci stosownych rekomendacji. W celu zapewnienia najlepszych standardów jakości ważne jest także, aby wszyscy pracownicy służby zdrowia byli świadomi znaczenia istniejących procedur i stosowali się do nich.

W tabeli 2.5 zostały przedstawione rekomendacje dotyczące fazy przedanalitycznej wybranych badań laboratoryjnych w różnych materiałach biologicznych, zaczerpnięte z literatury opracowanej przez różne panele eksperckie.

Tabela 2.5.

Najważniejsze zalecenia dotyczące fazy przedanalitycznej na przykładzie wybranych badań laboratoryjnych w różnych materiałach biologicznych

Badanie

Wybrane rekomendacje

Panel ekspercki

Badanie kalprotektyny w kale

1. Materiał powinien być zebrany do przeznaczonego do tego celu, czystego pojemnika, wolnego od konserwantów. Ilość materiału niezbędna do wykonania analizy wynosi około 100 mg. Ważne jest, aby próbka nie została zanieczyszczona wodą ani moczem, ponieważ może to prowadzić do jej rozcieńczenia i zaniżenia wyniku.

2. Nie określono jeszcze najlepszej pory dnia na zebranie próbki. Ten aspekt wymaga przeprowadzenia dodatkowych badań na dużej grupie pacjentów. Obecnie czas pobrania próbki zależy głównie od możliwości i wygody pacjenta, choć zaleca się, aby u konkretnej osoby próbki do badania kalprotektyny były pobierane o zbliżonym czasie. Wiadomo, że jest to parametr charakteryzujący się zmiennością dobową.

3. Analiza kalprotektyny w pojedynczej próbce kału zwykle jest wystarczająca.

4. Należy pamiętać, że konsystencja stolca wpływa na stężenie kalprotektyny – wykazano, że w bardziej płynnych próbkach jej stężenie jest wyższe. Chociaż nie rozstrzygnięto jednoznacznie, czy jest to związane z aspektami technicznymi wykonywania testu, czy z faktem, że w aktywnej fazie choroby zwykle pacjent oddaje płynne stolce.

5. Konsystencja stolca wpływa również na wydajność ekstrakcji kalprotektyny.

6. Zaleca się przechowywanie próbki stolca w temperaturze pokojowej (RT) do 3 dni od pobrania, choć dopuszczalne jest również przechowywanie w RT do 7 dni. Jeśli wykonanie oznaczenia nie jest możliwe w tym czasie, próbkę kału należy zamrozić w temperaturze –20°C.

Międzynarodowe rekomendacje opracowane przez panel ekspertów z 11 krajów specjalizujących się w chorobach zapalnych jelit podczas wirtualnego spotkania w dniu 17 lipca 2020 r. [39].

Badanie płynu opłucnowego

1. Zaleca się pobieranie próbek płynu opłucnowego na odpowiedni antykoagulant, w zależności od rodzaju planowanego badania:

• EDTA – do oznaczenia liczby komórek oraz ich różnicowania;

• Heparyna – do badań biochemicznych.

W przypadku konieczności transportu próbek dopuszczalne jest pobranie materiału do probówki bez dodatku antykoagulantu, co umożliwia przeprowadzenie zarówno analiz cytologicznych, jak i biochemicznych.

2. Przesyłanie próbki w strzykawce, do której materiał został pobrany, jest niedopuszczalne.

3. Pobranie próbki do oznaczenia pH płynu opłucnowego powinno odbywać się w warunkach aerobowych. Najbardziej odpowiednia do tego celu jest probówka z heparyną, standardowo wykorzystywana do gazometrii. Największą wartość diagnostyczną ma pomiar pH wykonany przy użyciu elektrody pH. Nie zaleca się użycia pasków testowych przeznaczonych do analizy fizykochemicznej moczu ze względu na ich niską dokładność w tym zastosowaniu.

4. Analizę płynu należy przeprowadzić niezwłocznie po pobraniu. W przypadku opóźnienia próbka powinna być transportowana i przechowywana w temperaturze pokojowej możliwie najkrócej.

5. W celu właściwej interpretacji niektórych parametrów analitycznych (np. glukozy) zaleca się pobranie próbki surowicy w czasie nieprzekraczającym jednej godziny od pobrania płynu opłucnowego.

6. Laboratorium powinno jednoznacznie określić minimalną wymaganą objętość próbki do analizy, którą należy przesłać.

7. Makroskopowa ocena jakości próbki powinna zostać przeprowadzona przed rozpoczęciem analizy. W przypadku istotnych nieprawidłowości, takich jak masywna hemoliza czy obecność skrzepów, należy rozważyć jej odrzucenie i odpowiednio udokumentować zaistniałą sytuację.

Rekomendacje krajowe przygotowane przez Chorwackie Towarzystwo Chemii Klinicznej i Medycyny Laboratoryjnej, opracowane w oparciu o specjalistyczną literaturę naukową

Badanie płynu stawowego

1. Przygotowanie pacjenta do pobrania płynu stawowego zazwyczaj nie wymaga szczególnych działań. Jedynie w przypadku planowanego oznaczenia glukozy zaleca się, aby pacjent pozostawał na czczo przez minimum 6 godzin.

2. Na zleceniu, poza standardowymi danymi pacjenta, należy również wskazać lokalizację, z której pobrano próbkę (np. prawy staw kolanowy, lewy staw łokciowy itp.).

3. Próbka powinna zostać przekazana do laboratorium natychmiast po pobraniu. Jeśli nie jest to możliwe, należy ją przechowywać w temperaturze pokojowej przez możliwie najkrótszy czas (zalecany maksymalny czas to 1 godzina). Należy pamiętać, że płyn stawowy przechowywany w lodówce nie nadaje się do mikroskopowego badania obecności kryształów – badania o najwyższej wartości diagnostycznej w odniesieniu do tego materiału – ponieważ niska temperatura indukuje precypitację kryształów in vitro. Do analizy liczby i różnicowania komórek dopuszczalne jest przechowywanie i transport płynu w temperaturze lodówki, jednak nie dłużej niż 24 godziny.

4. Pobranie próbki powinno odbywać się z użyciem odpowiedniego antykoagulantu lub bez niego, w zależności od rodzaju badania. Niedopuszczalne jest stosowanie szczawianów oraz liofilizowanego EDTA do analizy obecności kryształów (możliwość zafałszowania wyniku). Należy bezwzględnie stosować się do zaleceń dotyczących odpowiednich proporcji antykoagulantu oraz płynu stawowego, gdy próbka pobrana jest na heparynę litową. Próbka nie może być przesyłana w strzykawce, do której została pobrana.

5. Należy pamiętać o zachowaniu rekomendowanej kolejności pobierania próbek: 1 – badania biochemiczne; 2 – badania mikroskopowe; 3 – badania mikrobiologiczne. Należy również zadbać o dokładne wymieszanie płynu z antykoagulantem.

Narodowe rekomendacje Chorwackiego Towarzystwa Chemii Klinicznej i Medycyny Laboratoryjnej opracowane na podstawie literatury fachowej

Badanie moczu

Czynniki, na które należy zwrócić szczególną uwagę:

1. Odpowiednia objętość pojemników – co najmniej 50 ml do badań ogólnych i mikrobiologicznych oraz min. 3 l do badań wykonywanych z dobowej zbiórki moczu.

2. Zabezpieczenie przed kontaminacją – pojemnik powinien umożliwiać szczelne zamknięcie.

3. Ochrona przed światłem – w przypadku badań bilirubiny, urobilinogenu i porfiryn zaleca się stosowanie pojemników z ciemnego szkła.

4. Prawidłowe oznakowanie próbki wymaga nie tylko umieszczenia kompletnych danych pacjenta, lecz także upewnienia się, że informacje identyfikacyjne znajdują się na pojemniku, a nie na jego zakrętce.

5. Zadbanie o dodanie odpowiedniego konserwantu, jeśli analiza tego wymaga (dodanie przed próbką moczu – zalecany jest bufor boranowy).

6. Sposób pobrania próbki powinien być dostosowany do celu badania; kwestie te zostaną omówione bardziej szczegółowo w kolejnych rozdziałach podręcznika.

7. W przypadku analitów, których oznaczenie wymaga zebrania moczu w określonym czasie, takich jak kortyzol, katecholaminy czy steroidy, istotne jest jego prawidłowe przechowywanie – zazwyczaj w lodówce – aż do momentu dostarczenia próbki do laboratorium.

Rekomendacje Instytutu Standardów Klinicznych i Laboratoryjnych (CLSI, ang. Clinical and Laboratory Standards Institute) oraz Europejskiej Konfederacji Medycyny Laboratoryjnej (EFLM, ang. European Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine) [42].

Badanie włosów w celu wykazania bądź wykluczenia narażenia na kwas γ-hydroksymasłowy (GHB) oraz γ-butyrolakton (GBL) – substancji często wykorzystywanych jako składniki tzw. pigułki gwałtu

Analiza ta znajduje zastosowanie w badaniach toksykologicznych, klinicznych i kryminalistycznych (np. w sprawach napaści na tle seksualnym, gdzie obecność narkotyków może mieć znaczenie) i jest przeprowadzana metodą tandemowej spektrometrii masowej. Jednak szeroki zakres stężeń endogennych GHB, wynoszący od 0,5 ng/mg do 12,0 ng/mg, sprawia, że sama obecność tego związku jest niewystarczająca do potwierdzenia podania egzogennego. Znaczna zmienność stężenia GHB we włosach uniemożliwia ustalenie wiarygodnego punktu odcięcia, który pozwoliłby jednoznacznie rozróżnić GHB pochodzenia endogennego od egzogennego.

Wytyczne Biura Narodów Zjednoczonych ds. Narkotyków i Przestępczości (UNODC, ang. The United Nations Office on Drugs and Crime) oraz zalecenia Kintza dotyczące analizy narażenia na GHB bezpośrednio po ekspozycji [43, 44].

Zalecenia:

1. Zaleca się, aby pobrane pasmo włosów zostało podzielone na 5–10 małych segmentów o długości 0,3–0,5 cm, a każdy z nich poddany analizie pod kątem obecności GHB. Ma to na celu ustalenie, czy któryś z segmentów wykazuje stężenie GHB co najmniej 10 razy wyższe niż pozostałe, co może świadczyć o podaniu egzogennego GHB. Wynik uznaje się za dodatni, gdy stosunek stężenia w segmencie podejrzanym do wartości bazowych wynosi co najmniej 3:1.

2. Co najmniej pierwsze 5 mm łodygi włosa powinno zostać wyłączone z analizy, aby uniknąć błędnych wniosków.

3. Konieczne jest zachowanie odstępu czasowego od 7 dni do miesiąca (lub dłuższego) przed pobraniem włosów do analizy w celu wykrycia egzogennego GHB.

Przypisy

[1] IREQ – wymagana ciepłochronność odzieży (ang. required clothing insulation); IREQmin – minimalna wartość wymaganej ciepłochronności odzieży; IREQneutral – wymagana ciepłochronność odzieży do zapewnienia pracującemu warunków termoneutralnych. Wskaźnik ten oparty jest na równaniu bilansu cieplnego (równaniu równowagi termicznej układu człowiek–
–otoczenie). O wartości IREQ decyduje wartość następujących parametrów: metabolizm, gęstość strumienia mocy przeznaczonej na pracę, temperatura otaczającego powietrza, temperatura promieniowania, przepuszczalność powietrza przez odzież, prędkość przemieszczania się człowieka, względna prędkość przepływu powietrza oraz wilgotność względna powietrza. Wartość IREQ wyznacza się, używając programu opublikowanego w PN-EN ISO 11079.

[2] Instrukcja postępowania z odpadami i odczynnikami chemicznymi w Politechnice Rzeszowskiej przyjęta przez Radę Wydziału Chemicznego w dniu 13 maja 2007 r.

[3] Mierzalny wskaźnik różnych procesów biologicznych – zarówno fizjologicznych, jak i chorobotwórczych, a także reakcji na ekspozycję na określony czynnik lub konkretną interwencję (np. farmakologiczną). Biomarker diagnostyczny wykrywa lub potwierdza obecność interesującej nas choroby lub stanu bądź identyfikuje osobę z podtypem danej choroby. W miarę wchodzenia w erę medycyny precyzyjnej znaczenie biomarkera ewoluuje. Aktualnie może być wykorzystywany nie tylko do identyfikacji osób chorych, ale także do ponownego zdefiniowania kryteriów klasyfikacji konkretnej choroby. Walidacja metody oznaczania biomarkera diagnostycznego zapewnia, że pomiar charakteryzuje się pożądaną dokładnością, precyzją i powtarzalnością w określonym kontekście zastosowania. Wśród kryteriów wyboru parametrów, które stają się biomarkerami, ważna jest również łatwość pomiaru oraz aspekt ekonomiczny – pomiar generuje akceptowalne nakłady finansowe [FDA-NIH Biomarker Working Group: BEST (Biomarkers, Endpoints, and other Tools) Resource. Silver Spring (MD): Food and Drug Administration (US); Bethesda (MD): National Institutes of Health (US)].

[4] Obecnie OECD zrzesza 36 państw. Są to: Australia, Austria, Belgia, Chile, Czechy, Dania, Estonia, Finlandia, Francja, Grecja, Hiszpania, Holandia, Irlandia, Islandia, Izrael, Japonia, Kanada, Litwa, Luksemburg, Łotwa, Meksyk, Niemcy, Norwegia, Nowa Zelandia, Polska, Portugalia, Republika Korei, Słowacja, Słowenia, Stany Zjednoczone, Szwajcaria, Szwecja, Turcja, Węgry, Wielka Brytania i Włochy. Polska stała się członkiem OECD 22 listopada 1996 r.

[5] Uznanie kompetencji laboratorium do wykonywania określonych badań.

[6] Program PT/ILC to badania biegłości i porównania międzylaboratoryjnego jako miarodajne narzędzie wykazania, potwierdzenia i doskonalenia kompetencji laboratorium do wykonywania badań i wzorcowań. Skrót PT dotyczy badania biegłości, przez co rozumie się określenie za pomocą porównań międzylaboratoryjnych zdolności laboratorium do przeprowadzania wzorcowań lub badań, lub zdolności jednostki inspekcyjnej do przeprowadzania badań. Skrót ILC dotyczy zorganizowania, wykonania i oceny wzorcowań/badań tego samego lub podobnych obiektów wzorcowań/badań przez co najmniej dwa laboratoria, zgodnie z uprzednio ustalonymi warunkami.