© Copyright by Wydawnictwo Naukowe PWN S.A., Warszawa 2024

Wszystkie prawa zastrzeżone.

Przedruk i reprodukcja w jakiejkolwiek postaci całości bądź części książki bez pisemnej zgody wydawcy są zabronione

Autorzy i Wydawnictwo dołożyli wszelkich starań, aby wybór i dawkowanie leków oraz wybór i metodyka zabiegów terapeutycznych w tym opracowaniu były zgodne z aktualnymi wskazaniami i praktyką kliniczną. Mimo to, ze względu na stan wiedzy, zmiany regulacji prawnych i nieprzerwany napływ nowych wyników badań dotyczących podstawowych i niepożądanych działań leków oraz zabiegów terapeutycznych, Czytelnik musi brać pod uwagę informacje zawarte w ulotce dołączonej do każdego opakowania leku oraz informacje producenta sprzętu lub autorów metod, aby nie przeoczyć ewentualnych zmian we wskazaniach i dawkowaniu leku oraz we wskazaniach i zasadach stosowania zabiegów terapeutycznych. Dotyczy to także specjalnych ostrzeżeń i środków ostrożności. Należy o tym pamiętać, zwłaszcza w przypadku nowych lub rzadko stosowanych substancji oraz nowych lub rzadko stosowanych metod terapeutycznych.

Recenzent: prof. dr hab. n. med. Jakub Kałużny

Wydawca: Joanna Szejba

Redaktor prowadzący: Aneta Lupa-Marcinowska

Redaktor: Zespół

Producent: Monika Dąbrowska

Ryciny, o ile nie zaznaczono inaczej, pochodzą ze zbiorów autorów.

eBook został przygotowany na podstawie wydania papierowego z 2024 r. (Wydanie I)

Warszawa 2024

PZWL Wydawnictwo Lekarskie

ISBN 978-83-01-23929-9

DOI: https://doi.org/10.53271/2024.047

Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.

ul. Gottlieba Daimlera 2, 02-460 Warszawa

tel. 22 695 43 21

www.pwn.pl

Księgarnia wysyłkowa:

tel. 42 680 44 88; infoliniia: 801 33 33 88

e-mail: wysylkowa@pzwl.pl

Skład wersji elektronicznej na zlecenie Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.:
Michał Latusek

Informacja w sprawie współpracy reklamowej: BR.PZWL@pwn.pl

Autorzy

Dr hab. n. med. Agnieszka Kubicka-Trząska, prof. UJ

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Bożena Romanowska-Dixon

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

* * * * *

Dr n. med. Barbara Biziorek

Klinika Chirurgii Siatkówki i Ciała Szklistego

Katedra Okulistyki

Uniwersytet Medyczny w Lublinie

Dr n.med. Piotr K. Borkowski

Prywatna Praktyka Lekarska Ewa i Piotr Borkowscy w Milanówku

Lek. Dawid Bugara

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr hab. n. med. Joanna Brydak-Godowska

Katedra i Klinika Okulistyki

Warszawski Uniwersytet Medyczny

Szpital Kliniczny Dzieciątka Jezus

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego

Dr n. med. Karolina Czajor

Katedra i Klinika Okulistyki

Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu

Dr n. med. Magdalena Dębicka-Kumela

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Lek. Izabela Domagała

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr hab. n. med. Dariusz Dobrowolski, prof. ŚUM

Katedra i Oddział Kliniczny Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych w Zabrzu

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

SP ZOZ Okręgowy Szpital Kolejowy w Katowicach

Oddział Okulistyki, WSS nr 5 im św. Barbary

Centrum Urazowe w Sosnowcu

Dr n. med. Agnieszka Filemonowicz-Skoczek

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr hab. n. med. Erita Filipek

Klinika Okulistyki Dziecięcej

Katedra Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych

Oddział Okulistyki Dziecięcej

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. prof. K. Gibińskiego

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Prof. dr hab. n. med. Aleksander Garlicki

Klinika Chorób Zakaźnych i Tropikalnych

Katedra Chorób Zakaźnych

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Andrzej Grzybowski

Katedra Okulistyki

Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie

Fundacja Wspierania Rozwoju Okulistyki „Okulistyka 21” w Poznaniu

Dr n. med. Katarzyna Jadczyk-Sorek

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. prof. K. Gibińskiego

Oddział Okulistyki Dorosłych

Katedra Okulistyki

Klinika Okulistyki Wydziału Nauk Medycznych

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Lek. Zofia Janicka

Katedra i Klinika Okulistyki

Gdański Uniwersytet Medyczny

Dr n. med. Julia Janiszewska-Salamon

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. prof. K. Gibińskiego

Oddział Okulistyki Dorosłych

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Lek. Jakub Jarczak

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum

Szkoła Doktorska Nauk Medycznych i Nauk o Zdrowiu w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Piotr Jurowski

Klinika Okulistyki i Rehabilitacji Wzrokowej

II Katedra Chorób Oczu

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

Dr hab. n. med. Izabella Karska-Basta

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Dr n. med. Wojciech Luboń

Klinika Okulistyki

Katedra Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych

Oddział Okulistyki Dorosłych

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. prof. K. Gibińskiego

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Lek. Natalia Mackiewicz

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Prof. dr hab. n.med. Janusz Marcinkiewicz

Emerytowany profesor Katedry Immunologii

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Uniwersyteckie Centrum Medycyny Weterynaryjnej

Uniwersytet Rolniczy w Krakowie

Dr hab. n. med. Anna Markiewicz

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Katarzyna Michalska-Małecka

Katedra i Klinika Okulistyki

Gdański Uniwersytet Medyczny

Lek. Maja Mikosińska

Klinika Okulistyki i Rehabilitacji Wzrokowej

II Katedra Chorób Oczu

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

Prof. dr hab. n. med. Marta Misiuk-Hojło

Katedra i Klinika Okulistyki

Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu

Prof. dr hab. n med. Ewa Mrukwa-Kominek

Klinika Okulistyki

Katedra Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych

Oddział Okulistyki Dorosłych

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. Prof. K. Gibińskiego

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Dr n. biol. Agata Pietrzyk

Katedra Mikrobiologii

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Weronika Pociej-Marciak

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Lek. Joanna Pietrzak

Klinika Okulistyki i Rehabilitacji Wzrokowej

II Katedra Chorób Oczu

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

Dr n. med. Zofia Pniakowska

Klinika Okulistyki i Rehabilitacji Wzrokowej

II Katedra Chorób Oczu

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

Prof. dr hab. n. med. Marek Prost

Klinika Okulistyczna Wojskowego Instytutu Medycyny Lotniczej w Warszawie

Centrum Okulistyki Dziecięcej w Warszawie

Lek. Katarzyna Roguska

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Marek Sanak

Zakład Biologii Molekularnej i Genetyki Klinicznej II Katedry Chorób Wewnętrznych

im. Prof. Andrzeja Szczeklika

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Monika Sarnat-Kucharczyk

Klinika Okulistyki

Katedra Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych

Oddział Okulistyki Dorosłych

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. Prof. K. Gibińskiego

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Dr n. med. Małgorzata Siewierska

Szpital Św. Róży w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Katarzyna Sikorska

Zakład Medycyny Tropikalnej i Epidemiologii

Katedra Medycyny Tropikalnej i Parazytologii –

Krajowy Ośrodek Medycyny Tropikalnej

Gdański Uniwersytet Medyczny

Dr n. med. i n. o zdr. Łukasz Ścibik

Wydział Lekarski

Katedra Mikrobiologii

Klinika Otolaryngologii i Chirurgii Onkologicznej Głowi i Szyi

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum,

5 Wojskowy Szpital Kliniczny z Polikliniką w Krakowie

Lek. Marta Świerczyńska

Klinika Okulistyki

Katedra Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych

Oddział Okulistyki Dorosłych

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. Prof. K. Gibińskiego

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Prof. dr hab. n.med. Jacek P. Szaflik

Katedra i Klinika Wydziału Lekarskiego

Warszawski Uniwersytet Medyczny

Samodzielny Publiczny Kliniczny Szpital Okulistyczny w Warszawie

Dr hab. n.med. Sławomir Teper

Katedra i Oddział Kliniczny Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych w Zabrzu

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Lek. Agnieszka Tronina

Klinika Okulistyki Dziecięcej

Katedra Okulistyki

Wydział Nauk Medycznych

Oddział Okulistyki Dziecięcej

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne im. Prof. K. Gibińskiego

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Dr hab. n. med. Anna Turno-Kręcicka, prof. UMW

Katedra i Klinika Okulistyki

Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu

Dr n. med. Monika Udziela

Katedra i Klinika Okulistyki

Wydział Lekarski

Warszawski Uniwersytet Medyczny

Samodzielny Publiczny Kliniczny Szpital Okulistyczny w Warszawie

Dr n. med. Monika Węglarz

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

mgr biol. Joanna Wilańska

Zakład Biologii Molekularnej i Genetyki Klinicznej

II Katedra Chorób Wewnętrznych im. Prof. Andrzeja Szczeklika

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

dr hab. n. med. Jarosław Woroń

Szpital Uniwersytecki w Krakowie

Oddział Kliniczny Anestezjologii i Intensywnej Terapii

Gabinet Konsultacyjny Farmakologii Klinicznej

Zakład Farmakologii Klinicznej

Katedra Farmakologii

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Dr n. med. Małgorzata Woś

Oddział Okulistyki z Pododdziałem Szpitala Specjalistycznego

im. S. Żeromskiego w Krakowie

Dr n. med. Jan Woś

Oddział Otolaryngologii z Pododdziałem Szpitala Specjalistycznego

im. S. Żeromskiego w Krakowie

dr hab. n. med. Grażyna Wyszyńska-Pawelec, prof. UJ

Katedra i Klinika Chirurgii Czaszkowo-Szczękowo-Twarzowej

Instytut Stomatologii

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Prof. dr hab. n. med. Jan Zapała

Katedra i Klinika Chirurgii Czaszkowo-Szczękowo-Twarzowej

Instytut Stomatologii

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Lek. Dorota Zielińska

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Lek. Katarzyna Żuber-Łaskawiec

Katedra Okulistyki

Wydział Lekarski

Uniwersytet Jagielloński, Collegium Medicum w Krakowie

Klinika Okulistyki i Onkologii Okulistycznej Szpitala Uniwersyteckiego w Krakowie

Wykaz skrótów

AAO (American Academy of Ophthalmology) – Amerykańska Akademia Okulistyczna

ACAID (anterior chamber-associated immune deviation) – odmienność immunologiczna komory przedniej oka

ACE2 (angiotensin converting enzyme 2) – receptor enzymu konwertującego angiotensynę 2

ACTH (adrenocorticotropic hormone) – hormon adrenokortykotropowy

AdV – adenowirus D

AIDS (acquired immunodeficiency syndrome) – zespół nabytego upośledzenia odporności

AK (Acanthamoeba keratitis) – pełzakowe zapalenie rogówki

ALT (alanine aminotransferase) – aminotransferaza alaninowa

AMN (acute macular neuroretinopathy) – ostra neuroretinopatia plamki

anty-VEGF (vascular endothelial growth factor) – naczyniowo-śródbłonkowy czynnik wzrostu

APC (antigen-presenting cells) – komórki prezentujące antygen

APMPPE (acute posterior multifocal placoid pigment epitheliopathy) – ostra tylna wieloogniskowa plackowata epiteliopatia barwnikowa

ARDS (acute respiratory distress syndrome) – ostra niewydolność oddechowa

ARN (acute retinal necrosis) – ostra martwica siatkówki, ostra martwicza retinopatia

ASK (anterior skleritis) – zapalenie przedniej twardówki

ASO – odczyn antystreptolizynowy

AS-OCT (anterior segment optical coherence tomography) – tomografia optyczna przedniego odcinka oka

AST (aspartate aminotransferase) – aminotransferaza asparaginianowa

ATS – American Thoracic Society

AU (anterior uveitis) – zapalenie przedniego odcinka błony naczyniowej

AZOOR (acute zonal occult outer retinopathy) – ostra strefowa ukryta retinopatia zewnętrzna

BAL (bronchoalveolar lavage) – płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe

BALT (bronchus-associated lymphoid tissue) – tkanka limfatyczna oskrzeli

BCR (B-cell receptor) – receptor limfocytu B

BDBV (Bundibugyo ebolavirus) – wirus z rodzaju Ebolavirus powodujący gorączkę krwotoczną Ebola

BPG (benzathine penicillin G) – benzylopenicylina benzatynowa

CAGTA (Candida albicans germ tube antibody test) – metoda serologiczna CAGTA

CALT (conjunctiva-associated lymphoid tissue) – tkanka limfoidalna związana ze spojówką

CAMP (cationic antimicrobal peptides) – kationowe peptydy antydrobnoustrojowe

CDC (Centers for Disease Control and Prevention) – Centrum Kontroli i Prewencji Chorób

CDC (chronic disseminated candidiasis) – przewlekła rozsiana postać kandydozy

CEVE (complete and early vitrectomy for endophthalmitis) – usunięcie części centralnej i obwodowej ciała szklistego w trybie natychmiastowym/pilnym

CFW (calcofluor white) – barwnik fluorescencyjny – calcofluor biały

CHIKV (chikungunya virus) – wirus chikungunya

CHRRPE (congenital hypertrophy of the retinal pigment epithelium) – wrodzona hipertrofia nabłonka barwnikowego siatkówki

CIA (chemiluminescence immunoassay) – odczyn chemiluminescencyjny

CLSI – Clinical and Laboratory Standards Institute

CMV (cytomegalovirus) – wirus cytomegalii

CMV-IRR (cytomegalovirus-immune recovery retinitis) – cytomegalowirusowe zapalenie siatkówki

CNV (choroidal neovascularization) – aktywacja nieaktywnej neowaskularyzacji naczyniówkowej

CO (corneal opacity) – zmętnienie rogówki

ComT (common toxocarosis) – toksokaroza klasyczna

CovT (covert toxocarosis) – toksokaroza ukryta

CRP (C-reactive protein) – białko C-reaktywne

CRVO (central retinal vein occlusion) – zakrzep żyły środkowej siatkówki

CSCR (central serous chorioretinopathy) – centralna surowicza chorioretinopatia

CSD (cat scratch disease) – choroba kociego pazura

CWG – ciśnienie wewnątrzgałkowe

CXL (Cross-linking/X-linking) – sieciowanie kolagenu rogówkowego ryboflawiną

DALK (deep anterior lamellar keratoplasty) – głęboka keratoplastyka warstwowa przednia

DCR (dacryocystorhinostomy) – dakrocystorhinostomia

DIF (direct immunofluorescence) – metoda immunofluorescencji bezpośredniej

DRI-OCT (deep range imaging OCT) – OCT o wzmocnionym obrazowaniu głębi

EALT (eye-associated lymphoid tissue) – tkanka limfatyczna oka

ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control) – Europejskie Centrum ds. Prewencji i Kontroli Chorób

ECMO (extra corporeal membrane oxygenation) – pozaustrojowe natlenianie krwi

EHF (Ebola hemorrhagic fever) – gorączka krwotoczna Ebola

EIA (enzyme immunoassay test) – test służący do wykrywania przeciwciał przeciwko T. pallidum w ciele szklistym

EKC (epidemic keratoconjunctivitis) – adenowirusowe epidemiczne zapalenie rogówki i spojówek

ELISA (enzyme linked immunosorbent assay) – test immunoenzymatyczny lub immunoenzymosorpcyjny

ELM (external limiting membrane) – warstwa graniczna zewnętrznej siatkówki

EMA (European Medicines Agency) – Europejska Agencja Leków

ENL (erythema nodosum leprosum) – trądowy rumień guzowaty

ESAT-6 (early secretory antigenic target 6) – specyficzne antygeny prątka gruźlicy

ESCRS – European Society of Cataract and Refractive Surgery

ESTV (Reston virus) – wirus Reston

EUCAST – European Committee for Antimicrobial Susceptibility Testing

EVD (Ebola virus disease) – gorączka krwotoczna Ebola

EVS – Endopthalmitis Vitrectomy Study

FA (fluorescein angiography) – angiografia fluoresceinowa

FDA (Food and Drug Administration) – Amerykańska Agencja ds. Żywności i Leków

FEIA (fluoroenzyme immunassay) – metoda fluoroimmunoenzymatyczna

FEVR (familial exudative vitreoretinopathy) – rodzinna witreoretinopatia wysiękowa

FITC (fluorescein isothiocyanate) – barwnik fluorescencyjny, izotiocyjanian fluoresceiny

FTA (fluorescent treponemal absorption) – odczyn immunofluorescencji krętków

FTA-ABS (fluorescent treponemal antibody absorption test) – test wykrywający IgG

GAE (encephalitis amoebica granulomatosa) – ziarniniakowe zapalenie mózgu

GALT (gut-associated lymphoid tissue) – tkanka limfatyczna jelit

GCC (ganglion cell complex) – kompleks komórek zwojowych

G-CSF (granulocyte-colony stimulating factor) – czynnik wzrostu stymulujący wzrost kolonii granulocytów

GMS (Grocott’s metamin silver stain) – barwienie według Grocotta-Gomoriego

GON (gonococcal ophthalmia neonatorum) – rzeżączkowe zapalenie spojówek u noworodków

GWC (Goldmann-Witmer coefficient) współczynnik Goldmanna-Witmera

HAART (highly active antiretroviral therapy) – wysoce aktywna terapia antyretrowirusowa

HFRS (hemorrhagic fever with renal syndrome) – gorączka krwotoczna z zespołem nerkowym

HIV (human immunodeficiency virus) – ludzki wirus niedoboru odporności

HOPE (hebes-glutamic acid buffer mediated organic solvent protection effect) – technika utrwalania tkanek wykorzystująca efekt protekcyjny rozpuszczalnika organicznego

HPV (human papillomavirus) – wirus brodawczaka ludzkiego

HRP2 (histidine rich protein-2) – białko 2 bogate w histydynę

HSO (Herpes simplex ophthalmicus) – opryszczka oczna pospolita

HSV (Herpes simplex virus) – neurotropowy wirus opryszczki pospolitej

HZO (Herpes zoster ophthalmicus) – półpasiec oczny

ICGA (indocyanine green angiography) – angiografia indocyjaninowa

IDSA (Infectious Diseases Society of America) – Amerykańskie Towarzystwo Chorób Zakaźnych

IFN – interferon

IGRA (interferon-gamma release assays) – test uwalniania interferonu gamma

IIF (indirect immunofluorescence) – metoda immunofluorescencji pośredniej

IL – interleukina

INSTI (integrase strand transfer inhibitors) – inhibitory integrazy

IOL (intraocular lymphoma) – chłoniak wewnątrzgałkowy

IOP (intraocular pressure) – ciśnienie wewnątrzgałkowe

IPL (intense pulse light) – intensywne światło pulsacyjne

IRIS (inflammatory reconstruction immune syndrome) – zapalny zespół rekonstrukcji immunologicznej

IRU (immune recovery uveitis) – poprawa odpowiedzi immunologicznej

IUSTI – International Union against Sexually Transmitted Infections

IVCM (in vivo confocal microscopy) – mikroskopia konfokalna in vivo

LAMP (loop mediated isothermal amplification) – metoda izotermicznej amplifikacji za pośrednictwem pętli

LCR (ligase chain reaction) – reakcja łańcuchowej ligazy

LDALT (lacrimal drainage-associated lymphoid tissue) – tkanka limfatyczna związana z układem produkującym i odprowadzającym łzy

LDCR (laser dacryocystorhinostomy) – laser diodowy

LGV (lymphogranuloma venereum) – ziarnica weneryczna

LPS – lipopolisacharyd

MAB (monoclonal antibody) – przeciwciała monkolnalne

MALT (mucosa-associated lymphoid tissue) – układ odpornościowy błon śluzowych

MAO (monoamine oxidase) – oksydaza monoaminowa

MAT (microscopic agglutination test) – mikroskopowy test aglutynacji

MB (multibacillary) – postać bogatoprątkowa trądu

MCP (merkel cell polyomavirus) – wirus polioma

MCV (molluscum contagiosum virus) – wirus mięczaka zakaźnego

MDT (multi drug therapy) – terapia wielolekowa

MEWDS (multiple evanescent white dot syndrome) – zespół mnogich zanikających białych punktów

MFC (multifocal choroiditis) – wieloogniskowe zapalenie naczyniówki

MGD (Meibomian gland dysfunction) – dysfunkcja gruczołów Meiboma

MIC (minimum inhibitory concentration) – minimalne stężenie hamujące

MIS-C (multisystem inflammatory syndrome in children) – wieloukładowy zespół zapalny u dzieci

MNV (macular neovascularization) – neowaskularyzacja plamkowa

MR (magnetic resonance) – rezonans magnetyczny

MRSA (methicilin-resistant S. aureus) – gronkowiec złocisty metycylinooporny

MSM (men who have sex with men) – kontakty seksualne między homoseksualnymi mężczyznami

NAAT (nucleic acid amplification tests) – testy molekularne wykonywane metodą amplifikacji kwasu nukleinowego

NAION (non-arteritis anterior ischemic optic neuropathy) – nietętnicza niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego

NET (neutrophil extracellular trap) – zewnątrzkomórkowe sieci neutrofilowe

NGS (next generation sequencing) – metoda oceny lekooporności; metoda sekwencjonowania nowej generacji

NGS (next-generation sequencing) – sekwencjonowanie nowej generacji

NK (natural killer) – komórki „naturalni zabójcy”

NLPZ – niesteroidowe leki przeciwzapalne

NNRTI (non-nucleoside reverse transcriptase inhibitors) – nienukleozydowe inhibitory odwrotnej transkryptazy

NOD-like receptors – receptory NOD-podobne

NRTI (nucleoside reverse transcriptase inhibitors) – nukleozydowe inhibitory odwrotnej transkryptazy

NT/CT (neurotoxocarosis/cerebral toxocarosis) – neurotoksokaroza

OCP (Onchocerciasis Control Program) – Program Kontroli Onchocerkozy

OCT (optical coherence tomography) – optyczna koherentna tomografia dna oka

OCTA – angiografia OCT

OIT – oddział intensywnej terapii

OLM (ocular larva migrans) – zespół larwy wędrującej ocznej

OSDI (ocular surface disease index) – wskaźnik choroby powierzchni oka

PAHO/WHO (Pan American Health Organization/World Health Organization) – Panamerykańska Organizacja Zdrowia i Światowa Organizacja Zdrowia

PAIR (puncture, aspiration, injection and reaspiration) – nakłucie torbieli i odessanie jej treści

PAS (periodic acid-Schiff) – reakcja Schiffa

PB (paucibacillary) – postać ubogoprątkowa trądu

PCNSL (primary central nervous system lymphoma) – chłoniak ośrodkowego układu nerwowego

PCR (polymerase chain reaction) – reakcja łańcuchowej polimerazy

PEP post-exposure prophylaxis) – profilaktyka poekspozycyjna

PEVDS (post Ebolavirus disease syndrome) – zespół post-Ebola

PfEMP1 (Plasmodium falciparum erythrocyte membrane protein 1) – białko 1 błony erytrocytów Plasmodium falciparum

PGL (persistent general lymphadenopathy) – przewlekłe uogólnione powiększenie węzłów chłonnych

PHMB (polyhexamethylenene biguanide hydrochloride) – biguanid poliheksametylowy

PHN (postherpetic neuralgia) – neuralgia popółpaścowa

PIC (punctate inner choroidopathy) – choroidopatia punkcikowata wewnętrzna

PIOL (primary intraocular lymphoma) – pierwotny chłoniak wewnątrzgałkowy

PIRT (punctate inner retinal toxoplasmosis) – punktowe toksoplazmozowe zapalenie wewnętrznych warstw siatkówki

POCTS (point-of-care tests) – szybkie testy przyłóżkowe, które pozwalają na wykrycie swoistych przeciwciał krętkowych

PORN (progressive outer retinal necrosis) – postępująca martwica siatkówki

PORT (punctate outer retinal toxoplasmosis) – punktowe toksoplazmozowe zapalenie zewnętrznych warstw siatkówki

PreP (pre-exposure prophylaxis) – profilaktyka przedekspozycyjna

PRNT (plaque reduction neutralization test) – test neutralizacji przeciwciał

PTK (phototerapeutic keratectomy) – fotokeratektomia terapeutyczna

PTLDS (post-treatment Lyme disease syndrome) – zespół poboreliozowy

PVRL (primary vitreoretinal lymphoma) – pierwotny chłoniak szklistkowo-siatkówkowy

RAPD (relative afferent pupillary defect) – względne uszkodzenie drogi dośrodkowej odruchu źrenicznego

RFLP (restriction fragments length polymorphism) – badanie polimorfizmu długości fragmentów restrykcyjnych

RNFL (retinal nerve fiber layer) – warstwa włókien nerwowych siatkówki

ROPLAS (regurgitation on pressure over the lacrimal sac) – test ucisku na okolicę woreczka łzowego

ROS (reactive oxygen species) – reaktywne formy tlenu

RPE (retinal pigment epithelium) – nabłonek barwnikowy siatkówki

RPR (rapid plasma reagin test) – test wykrywający IgG

RPR (rapid plasma reagin) – odczyn kłaczkujący

RSV (respiratory syncytial virus) – syncytialny wirus oddechowy

RVF (Rift Valley fever) – gorączka Doliny Rift

RVO (retinal vein occlusion) – niedrożności żył siatkówki

RZV (recombinant zoster vaccine) – szczepionka rekombinowana, zawierająca glikoproteinę E (gE) VZV; preparat Shingrix

SEM (skin, eye, mouth) – zespół skóra, oko i usta

SIV (simian immunodeficiency virus) – małpi wirus upośledzenia odporności

SLC (serpiginous-like choroiditis) – aktywne pełzające zapalenie naczyniówki

SNRI (serotonin norepinephrine reuptake inhibitors) – inhibitory wychwytu zwrotnego serotoniny i noradrenaliny

SSRI (selective serotonin reuptake inhibitors ) – selektywne inhibitory wychwytu zwrotnego serotoniny

SUDV (Sudan ebolavirus) – wirus z rodzaju Ebolavirus powodujący gorączkę krwotoczną Ebola

TAFV (Taï Forest ebolavirus) – wirus z rodzaju Ebolavirus powodujący gorączkę krwotoczną Ebola

TASS (toxic anterior segment syndrome) – toksyczny zespół przedniego odcinka gałki ocznej

TCR (T-cell receptor) – receptor limfocytów T

Test IFA – test immunofluorescencji

Test IGRA (interferon-γ release assays) – test diagnostyczny oparty na wydzielaniu interferonu γ przez limfocyty T

TF (trachomatous inflammation – follicular) – jaglicowe zapalenie spojówek

TGF-β (transforming growth factor β) – transformujący czynnik wzrostu β

TI (trachomatous inflammation – intense) – jaglicowy intensywny stan zapalny spojówek

TLR (toll-like receptors) – receptory toll-podobne

TNF-α (tumor necrosis factor α) – czynnik martwicy nowotworów α

TPHA (treponema pallidum hemagglutination assay) – odczyn biernej hemaglutynacji krętków

TPPA (treponema pallidum particle agglutination assay) – odczyn biernej aglutynacji krętków

TRITC (tetramethylrhodamine isothiocyanate) – barwnik fluorescencyjny, izotiocyjanian tetrametylorodaminy

TS (trachomatous scarring) – zbliznowacenie jaglicowe

TSST (toxic shock syndrome toxine) – toksyna będąca główną przyczyną zespołu wstrząsu toksycznego

TT (trachomatous trichiasis) – trychiaza jaglicowa

TTO (tea tree oil) – olejek z drzewa herbacianego

TTV (Torque teno virus) – wirus Torque teno

USR (unheated serum reagin) – szybki odczyn kłaczkujący

VDRL (venereal disease research laboratory) – odczyn mikrokłaczkujący z antygenem kardiolipidowym

VIP (vasoactive intestinal peptide) – wazoaktywny peptyd jelitowy

VKH (Vogt-Koyanagi-Harada [syndrome]) – choroba Vogta-Koyanagiego-Harady

VLM (visceral larva migrans) – zespół larwy wędrującej

VSV (vesicular stomatits virus) – wirus pęcherzykowego zapalenia jamy ustnej

VZV (Varicella-zoster virus) – herperswirus, wirus ospy wietrznej i półpaśca

ZEBOV (Zaire ebolavirus) – wirus z rodzaju Ebolavirus powodujący gorączkę krwotoczną Ebola

ZSO – zespół suchego oka

ZVL (zoster vaccine live) – szczepionka przeciwko półpaścowi: żywa, zawierająca atenuowany szczep Oka VZV; preparat Zostavax

α-MSH (α melanocyte stimulating hormone) – hormon melanotropowy α

Przedmowa

Od zarania dziejów czynniki infekcyjne i wywoływane przez nie choroby są nierozłącznie związane z życiem człowieka. Z infekcyjnymi chorobami narządu wzroku w codziennej praktyce często spotykają się nie tylko okuliści, lecz także specjaliści innych dziedzin medycyny. Infekcyjne choroby zapalne mogą dotyczyć wyłącznie narządu wzroku lub mogą być związane z infekcją systemową, w przebiegu której pojawiają się objawy okulistyczne. Nierzadko objawy oczne są pierwszymi objawami ogólnoustrojowej choroby infekcyjnej i to na ich podstawie jest ona rozpoznawana.

Publikacja „Infekcyjne choroby narządu wzroku” stanowi praktyczne źródło aktualnej wiedzy na temat metod rozpoznawania i leczenia infekcji narządu wzroku oraz sposobu postępowania w praktyce klinicznej. Szczegółowo omówiono w niej grupy czynników infekcyjnych i najczęstsze wywoływane przez nie zapalne choroby narządu wzroku – począwszy od oczodołu przez powieki, spojówki, rogówkę, błonę naczyniową, na siatkówce kończąc.

Książka jest adresowana do lekarzy w trakcie specjalizacji i do już praktykujących okulistów, a także do lekarzy innych specjalności zajmujących się na co dzień problematyką chorób infekcyjnych. W opracowaniu zostały omówione najbardziej aktualne poglądy na temat patofizjologii i patomechanizmów zapalnych schorzeń narządu wzroku, współczesne metody diagnostyki laboratoryjnej, z uwzględnieniem technik biologii molekularnej, oraz nowe opcje farmakoterapii. Liczne fotografie, ryciny i tabele zawarte w książce podnoszą jej wartość dydaktyczną, ułatwiając poznanie obrazu klinicznego omawianych chorób oraz ugruntowanie wiedzy dotyczącej wyboru właściwych metod diagnostycznych i terapeutycznych.

Agnieszka Kubicka-Trząska,
Bożena Romanowska-Dixon

1.1.
Mikrobiom powierzchni oka

Agnieszka Kubicka-Trząska

Mikrobiom (inaczej mikrobiota) to ogół mikroorganizmów występujących w danym siedlisku, w skład którego wchodzą bakterie, grzyby i wirusy. Jednym ze środowisk zasiedlanych przez te mikroorganizmy jest organizm człowieka. Specyficzne mikrobiomy posiadają: przewód pokarmowy, drogi oddechowe, jama ustna, jama nosowa, pochwa, skóra, włosy oraz oko. Szacunkowo mikrobiom u zdrowego dorosłego człowieka może osiągać masę nawet 2–3 kg, a na jedną komórkę ludzką może przypadać od 1 do 10 komórek mikroorganizmów [1].

Mikrobiom oka odnosi się przede wszystkim do flory fizjologicznej obecnej w worku spojówkowym oraz na powierzchni rogówki. Natomiast flora powiek i rzęs stanowi część mikrobiomu skóry [2, 3]. Mikroflora powierzchni oka u zdrowej osoby jest względnie stabilna i charakteryzuje się niedużą zmiennością [3, 4]. Uważa się, że pełni ona ważną funkcję w utrzymaniu homeostazy i modulowaniu reakcji immunologicznych na powierzchni oka. Mikrobiota oka odgrywa bardzo ważną rolę w zachowaniu odporności na zakażenia. Nieszkodliwe drobnoustroje komensalne, kolonizujące powierzchnię gałki ocznej, oddziałują protekcyjne na organizm gospodarza, a wiążąc się z jego komórkami, hamują rozwój czynników chorobotwórczych. Ponadto prawidłowa mikroflora pobudza układ immunologiczny, reguluje metabolizm i stymuluje mechanizmy odpowiedzialne za odnowę komórek nabłonka [4, 5].

Wykazano, że komórki nabłonka rogówki i spojówki reagują wybiórczo na określone składniki bakterii chorobotwórczych przez wytwarzanie prozapalnych cytokin, natomiast nie wykazują takiej aktywności w stosunku do bakterii niepatogennych, co sugeruje udział wrodzonej odpowiedzi immunologicznej w kolonizacji komensalnej mikroflory na powierzchni oka [3, 4].

Prawidłowy mikrobiom oka poza drobnoustrojami komensalnymi zawiera drobnoustroje oportunistyczne, które w sprzyjających warunkach, po pokonaniu lokalnych mechanizmów obronnych powierzchni oka, mogą zmieniać swój status – stają się zjadliwe i przyczyniają do rozwoju różnych chorób [4–6].

Bakterie, grzyby i wirusy są częścią naturalnej mikroflory powierzchni oka [2–4]. Przeprowadzone badania wykazały, że najczęściej występującymi elementami bakteryjnego mikrobiomu powierzchni oka osób dorosłych są bakterie: Staphylococcus spp., Corynebacterium spp., Streptococcus spp., Propionibacterium spp., Bacillus spp. oraz Micrococcus spp., przy czym najczęściej izolowanymi bakteriami z worka spojówkowego u osób zdrowych są koagulazoujemne gronkowce [2, 4]. W wymazach z worka spojówkowego zdrowych osób wykazano również obecność innych rzadziej występujących bakterii, takich jak: Pseudomonas, Bradyrhizobium, Acinetobacter, Brevundimonas, Aquabacterium, Sphingomonas, Streptophyta, Methylobacterium, Millisia, Anaerococcus, Finegoldia, Simonsiella i Veillonella [5].

Powierzchnię oka zasiedlają także liczne grzyby. U dzieci i młodzieży stwierdzano głównie Candida albicans, natomiast u 80% osób dorosłych takie rodzajów grzybów, jak: Malassezia, Rhodotorula, Davidiella, Aspergillus i Alternaria, które stanowiły ponad 80% mikrobiomu grzybowego [6–8].

W mikrobiomie powierzchni oka wykrywa się również wirusy, a najczęściej: torque teno virus (TTV), Merkel cell polyomavirus (MCP) oraz human papillomavirus (HPV). Dominującą populację stanowi wirus TTV, który jest obecny na powierzchni oka około 65% zdrowych osób. Jego nazwa pochodzi od imienia i nazwiska pacjenta, u którego został on po raz pierwszy zidentyfikowany. Jest to wirus niepatogenny, stwierdzany dość powszechnie w populacji ludzkiej. Częstość jego występowania w różnych obszarach geograficznych jest zróżnicowana i wynosi od 5% w Brazylii do ponad 90% w Rosji, Pakistanie i Japonii [9, 10]. Uważa się, że wirusy tworzące mikrobiom powierzchni oka pełnią funkcję „strażników” ostrzegających układ immunologiczny przed innymi wirusami, które mogą przedostać się do mikrobiomu [2].

Na mikrobiom oka wpływają takie czynniki, jak: wiek, płeć, pora roku (klimat), nawyki higieniczne, towarzyszące choroby ogólne, stosowana antybiotykoterapia, zabiegi okulistyczne oraz infekcje [8, 11–15]. Wiek wydaje się jednym z najistotniejszych elementów determinujących skład mikrobiomu oka. Dzieci charakteryzuje większa różnorodność flory bakteryjnej powierzchni oka niż osób dorosłych [12]. Po urodzeniu mikroflora spojówki jest bardzo podobna do mikroflory szyjki macicy i składa się głównie z paciorkowców, koagulazoujemnych gronkowców i Propionibacterium. Kilka dni po urodzeniu mikroflora oka ulega zmianom, a w jej skład wchodzą następujące bakterie: Staphylococcus epidermidis, Escherichia coli i Staphylococcus aureus. Mikroflora następnie ewoluuje aż do wieku dziecięcego, kiedy to mikroorganizmy wyizolowane ze spojówki są podobne do tych obserwowanych u osób dorosłych; są to głównie: Streptococcus spp., Micrococcus spp., Staphylococcus aureus oraz Corynebacterium spp. [11, 13].

W mikrobiomie kobiet rzadziej niż u mężczyzn występują Propionibacterium acnes i Staphylococcus epidermidis, a częściej Escherichia coli [8]. Wydaje się, że na skład mikroflory oka wpływają także sezonowe zmiany temperatury i wilgotności powietrza, wykazano bowiem zmniejszenie różnorodności mikroorganizmów mikrobiomu oka w przypadku wzrostu wilgotności otoczenia. Położenie geograficzne i pochodzenie etniczne nie wpływają jednak na skład mikroflory oka [3, 11, 12].

Na skład mikrobiomu powierzchni oka wpływa również noszenie soczewek kontaktowych. Badania DNA bakteryjnego wykazały, że noszenie soczewek kontaktowych prowadzi do znacznych zmian w kompozycji bakteryjnej mikroflory powierzchni oka. W spojówce osób noszących soczewki kontaktowe stwierdzono więcej bakterii rodzaju Methylobacterium, Lactobacillus, Acinetobacter i Pseudomonas, natomiast rzadziej wykazywano obecność Haemophilus, Streptococcus, Staphylococcus i Corynebacterium. Flora bakteryjna spojówki u osób noszących soczewki kontaktowe jest bardziej podobna do flory występującej na skórze. Podejrzewa się, że w tych przypadkach dochodzi do przeniesienia nietypowych dla oka bakterii na palcach podczas zakładania i zdejmowania soczewek nagałkowych. Nie można również wykluczyć zmiany składu mikrobiomu po wpływem lokalnych zmian mechanizmów obronnych, wywołanych bezpośrednią obecnością soczewki na powierzchni oka [16].

Dowiedziono, że dysbioza, czyli zmiana składu mikroflory naturalnej, oraz związane z nią zaburzenie równowagi mikrobiologicznej powierzchni oka są związane z wieloma chorobami narządu wzroku, w tym m.in z: zapaleniem rogówki, zapaleniem spojówek, zespołem suchego oka, dysfunkcją gruczołów Meiboma, zapaleniem brzegów powiek i autoimmunologicznymi chorobami powierzchni oka (zespół Stevensa-Johnsona, pemfigoid oczny). Ponadto wiele chorób ogólnych ma wpływ na mikrobiom powierzchni oka. U pacjentów z cukrzycą, hipercholesterolemią, hipertriglicerydemią, chorobami autoimmunologicznymi, takimi jak choroba Behςeta, reumatoidalne zapalenie stawów i zespół Sjögrena, występują zaburzenia mikroflory powierzchni oka [8, 13–15]. Wykazano ponadto, że zwiększona kolonizacja spojówki przez koagulazoujemne gronkowce jest związana z zaawansowaniem retinopatii cukrzycowej [17].

Zmiany i zaburzenia równowagi składu mikrobiomu oka mogą zatem inicjować reakcje zapalne i zwiększać ryzyko wystąpienia wielu różnych chorób powierzchni oka.

Piśmiennictwo

1. Reynoso-García J., Miranda-Santiago A.E., Meléndez-Vázquez N.M. i wsp.: A complete guide to human microbiomes: body niches, transmission, development, dysbiosis, and restoration. Front. Syst. Biol. 2022; 2: 951403.

2. American Academy of Ophthalmology: Microbiome of the eye. 27 Mar 2019, www.aao.org/eye-health/anatomy/microbiome-of-eye.

3. Ozkan J., Nielsen S., Diez-Vives C. i wsp.: Temporal stability and composition of the ocular surface microbiome. Sci. Rep. 2017; 7: 9880.

4. Huang Y., Yang B., Li W.: Defining the normal core microbiome of conjunctival microbial communities. Clin. Microbiol. Infect. 2016; 22: 643.e7–643.e12.

5. Dong Q., Brulc J.M., Iovieno A. i wsp.: Diversity of bacteria at healthy human conjunctiva. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011; 52: 5408–5413.

6. Shivaji S., Jayasudha R., Prashanthi G.S. i wsp.: The human ocular surface fungal microbiome. Invest. Opthalmol Vis. Sci. 2019; 60: 451–459.

7. Wang Y., Chen H., Xia T., Huang Y. Characterization of fungal microbiota on normal ocular surface of humans. Clin. Microbiol. Inf. 2020; .vol. 26(1):

8. Wen X., Miao L., Deng Y. i wsp.: The influence of age and sex on ocular surface microbiota in healthy adults. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2017; 58: 6030–6037.

9. Focosi D., Antonelli G., Pistello M. i wsp.: Torquetenovirus: the human virome from bench to bedside. Clin. Microbiol. Infect. 2016; 22: 589–593.

10. Peter V.G., Morandi S.C., Herzog E.L. i wsp.: Investigating the ocular surface microbiome: what can it tell us? Clin. Ophthalmol. 2023; 17: 259–271.

11. Thiel H.J., Schumacher U. Normal flora of the human conjunctiva: examination of 135 persons of various ages. Klin. Monbl. Augenheilkd. 1994; 205: 348–357.

12. Lee P.W., Jun A.K., Cho B.C.: A study of microbial flora of conjunctival sac in newborns. Korean J. Ophthalmol. 1989; 3: 38–41.

13. Zhou Y., Holland M.J., Makalo P. i wsp.: The conjunctival microbiome in health and trachomatous disease: a case control study. Genome Med. 2014; 6: 99.

14. Li J.J., Yi S., Wei L.: Ocular microbiota and intraocular inflammation. Front. Immunol. 2020; 11: 609765.

15. Petrillo F., Pignataro D., Lavano M.A. i wsp.: Current evidence on the ocular surface microbiota and related diseases. Microorganisms. 2020; 8: 1033.

16. Shivaji S., Jayasudha R., Chakravarthy S.K. i wsp.: Alterations in the conjunctival surface bacterial microbiome in bacterial keratitis patients. Exp. Eye Res. 2021; 203: 108418.

17. Karimsab D., Razak S.K.: Study of aerobic bacterial conjunctival flora in patients with diabetes mellitus. Nepal. J. Ophthalmol. 2013; 5: 28–32.

1.2.
Ogólnoustrojowe przeciwzakaźne mechanizmy obronne

Janusz Marcinkiewicz

1.2.1.
Funkcje, narządy i komórki układu immunologicznego

Główną funkcją układu immunologicznego (odpornościowego) jest obrona przed atakiem chorobotwórczych drobnoustrojów (patogenów) i przed nowotworami. Cel ten jest realizowany dzięki generowaniu ogromnego repertuaru receptorów limfocytów i immunoglobulin (przeciwciał), co pozwala na rozpoznanie i eliminację praktycznie nieskończonej liczby różnorodnych obcych/niechcianych struktur (bakterii, wirusów, grzybów, pasożytów toksyn, komórek nowotworowych, komórek uszkodzonych). Zdolność do swoistego rozpoznania obcej struktury (antygenu) i do tzw. pamięci immunologicznej pozwala na szybsze i sprawniejsze wyeliminowanie niepożądanej struktury w razie ponownego kontaktu z tym samym antygenem. Zdolność ta ma szczególne znaczenie w przypadku odporności przeciwzakaźnej [1].

Odporność przeciwzakaźna jest to zdolność organizmu do czynnej i biernej ochrony przed patogenami, będąca wynikiem wspólnego działania mechanizmów odporności wrodzonej i nabytej. Odporność wrodzona, pierwsza linia obrony, dysponuje mechanizmami pozwalającymi na szybkie wykrywanie zagrożenia z taką samą skutecznością przy każdorazowym kontakcie z danym patogenem. Odporność nabyta, nazywana odpornością swoistą, ze względu na możliwość wykrywania subtelnych różnic między antygenami należącymi do różnych patogenów, rozwija się wolniej i wykazuje większą skuteczność przy ponownym kontakcie z danym antygenem dzięki zjawisku tzw. pamięci immunologicznej.

Układ immunologiczny składa się z centralnych (szpik kostny, grasica) oraz obwodowych narządów limfatycznych (śledziona, węzły chłonne, migdałki, rozsiana tkanka limfatyczna błon śluzowych). W szpiku kostnym występuje zjawisko hematopoezy, czyli powstawania i dojrzewania komórek krwi, w tym wszystkich populacji leukocytów. Grasica jest odpowiedzialna za ostateczne dojrzewanie i selekcję limfocytów T [2].

Limfocyty są głównymi komórkami układu immunologicznego. Limfocyty B są centralnymi komórkami odpowiedzi typu humoralnego, prekursorami plazmocytów – komórek produkujących przeciwciała. Limfocyty T są komórkami bardzo zróżnicowanymi funkcjonalnie. Do najważniejszych subpopulacji limfocytów T należą: limfocyty T pomocnicze CD4+, limfocyty T cytotoksyczne (Tc) CD8+, limfocyty T regulatorowe (Treg) i komórki NK (natural killer, naturalni zabójcy). Ponadto układ immunologiczny dysponuje dużym asortymentem komórek mieloidalnego szlaku hematopoezy, do którego należą komórki odporności wrodzonej (granulocyty, makrofagi, komórki tuczne) oraz komórki prezentujące antygen (antigen presenting cells, APC), w tym komórki dendrytyczne i makrofagi (tabela 1.1).

Tabela 1.1.
Komórki układu immunologicznego i ich funkcje

Komórki odporności

wrodzonej i nabytej

Funkcja

Granulocyty obojętnochłonne (neutrofile)

Główne komórki ostrego odczynu zapalnego: fagocytoza i zewnątrzkomórkowe zabijanie patogenów (NET)

Monocyty/makrofagi

M1 – populacja prozapalna (IL-1, IL-6, TNF-α): fagocytoza i wewnątrzkomórkowe zabijanie patogenów

M2 – populacja przeciwzapalna (IL-10, TGF-β): procesy naprawcze i wyciszanie odczynu zapalnego

Granulocyty kwasochłonne (eozynofile)

Granulocyty obojętnochłonne (bazofile)

Udział w reakcjach alergicznych (anafilaksji)

Uwalnianie histaminy

Komórki tuczne (mastocyty)

Komórki wartownicze skóry i błon śluzowych

Indukcja i nasilenie odczynu zapalnego

Udział w reakcjach alergicznych

Komórki dendrytyczne

Główne komórki prezentujące antygen (APC)

Pochłanianie i przetwarzanie antygenów w odczynie zapalnym

Prezentacja antygenów limfocytom T

Komórki Langerhansa

Komórki APC skóry

Komórki NK

Zabijanie komórek własnych: zakażonych patogenami wewnątrzkomórkowymi (wirusami), uszkodzonych (pod wpływem stresu) oraz zmienionych nowotworowo

Limfocyty B (BCR+)

Rozpoznanie determinant antygenów białkowych, lipidowych, wielocukrowych przez receptor BCR

Produkcja przeciwciał

Limfocyty T (TCR+ αβ)

Zróżnicowana funkcjonalnie populacja antygenowo swoistych limfocytów

Limfocyty Th (CD4+)

(pomocnicze)

Rozpoznanie determinant peptydów antygenowych połączonych z białkiem MHC klasy II

Th1: odpowiedź nabyta typu komórkowego, aktywacja makrofagów, synteza IL-2 oraz IFN-γ

Th2: odpowiedź typu humoralnego, aktywacja i różnicowanie limfocytów B, produkcja IL-4, IL-5, IL-6, IL-10 oraz IL-13

Th17: produkcja IL-17, chemotaksja neutrofilów, udział w zakażeniach grzybiczych i niektórych zakażeniach bakteryjnych oraz w patogenezie chorób autoimmunizacyjnych

Limfocyty Tc (CD8+)

(cytotoksyczne)

Rozpoznanie determinant peptydów antygenowych połączonych z białkiem MHC klasy I

Zabijanie komórek własnych: zakażonych lub zmienionych nowotworowo

Limfocyty Treg (CD4+,CD25+, FoxP3) (T regulatorowe)

Rozpoznanie determinant peptydów antygenowych połączonych z białkiem MHC klasy II (lub klasy I)

Hamowanie odpowiedzi immunologicznej przez wydzielanie cytokin (IL-10, TGF-β) lub przez bezpośredni kontakt błonowy

APC (antigen-presenting cells) – komórki prezentujące antygen; BCR (B-cell receptor) – receptor limfocytu B; IFN – interferon; IL – interleukina; NET (neutrophil extracellular trap) – zewnątrzkomórkowe sieci neutrofilowe; NK (natural killer) – komórki NK (naturalni zabójcy); TGF-β (transforming growth factor β) – transformujący czynnik wzrostu β; TCR (T-cell receptor) – receptor limfocytów T; TNF-α (tumor necrosis factor α) – czynnik martwicy nowotworów α.

Dojrzałe leukocyty po opuszczeniu szpiku kostnego/grasicy są rozprowadzane drogą krwionośną do obwodowych narządów limfatycznych, które są miejscem interakcji antygenów z limfocytami B i T, co w konsekwencji indukuje antygenowo swoistą odpowiedź immunologiczną. Węzły chłonne wychwytują antygeny transportowane drogą naczyń limfatycznych, a śledziona jest odpowiedzialna za eliminację antygenów krążących we krwi [1, 2].

Antygeny to obce lub zmienione własne białka, lipidy, wielocukry i kwasy nukleinowe, których fragmenty (determinanty, epitopy) są rozpoznawane przez swoiste antygenowo receptory limfocytów B i T oraz przeciwciała. Antygeny wykazują zróżnicowaną zdolność do stymulacji odpowiedzi immunologicznej (immunogenność).

1.2.2.
Odporność wrodzona. Ostry odczyn zapalny

Odporność wrodzona stanowi jedyną ochronę organizmu przed inwazją patogenów w początkowej fazie zakażenia w przypadku braku odporności nabytej (humoralnej lub komórkowej). Podstawowym miejscem działania mechanizmów odporności wrodzonej jest bariera skóry i błon śluzowych, główne wrota inwazji drobnoustrojów. Ważną rolę odgrywają odruchy obronne mające na celu usunięcie z organizmu patogenów lub ich toksyn (kichanie, kaszel, odruch wymiotny, biegunka). O skutecznej miejscowej odporności decyduje także fizjologiczna szczelność bariery keratynocytów skóry i komórek nabłonkowych błon śluzowych oraz obecność prawidłowego mikrobiomu. Istotne jest prawidłowe miejscowe ukrwienie umożliwiające sekrecję substancji mikrobójczych, niskie pH skóry i żołądka oraz aktywacja komórek wartowniczych układu immunologicznego (osiadłych makrofagów, komórek dendrytycznych i komórek tucznych) (zob. tabelę 1.1). Podstawową fizjologiczną reakcją komórek odporności wrodzonej na uszkodzenie tkanki lub zakażenie jest ostry odczyn zapalny. Po wyeliminowaniu czynnika indukującego (np. zakażenia bakteryjnego) następuje wygaszenie ostrego odczynu zapalnego i reparacja tkanki. Nawracający i przewlekły stan zapalny jest stanem patologicznym.

Miejscowe objawy kliniczne, charakterystyczne dla każdego stanu zapalnego, to: zaczerwienienie, podwyższona temperatura, obrzęk, ból i czasem upośledzona funkcja (rubor, calor, tumor, dolor, functio laesa).

Wyróżnia się następujące etapy ostrego stanu zapalnego w odpowiedzi na zakażenie:

1. Wtargnięcie patogenu.

2. Detekcja struktur patogenu nazywanych PAMP (pathogen-associated molecular pattern, wzorce molekularne związane z patogenami) przez receptory komórek wartowniczych, obecnych we wrotach zakażenia.

3. Aktywacja inflamasomu (zob. rozdział 1.2.3).

4. Sekrecja komórkowych (cytokiny, eikozanoidy) i osoczowych mediatorów zapalenia (aktywacja układu dopełniacza).

5. Zmiany naczyniowe, w tym zwiększona przepuszczalność naczyń i migracja leukocytów (neutrofile, makrofagi) z krążenia do zakażonej tkanki.

6. Fagocytoza i zabijanie/eliminacja patogenów.

7. Synteza reaktywnych form tlenu (reactive oxygen species, ROS) i tlenku azotu (NO) [3–5].

8. Wędrówka komórek dendrytycznych (APC) wraz z pochłoniętymi antygenami patogenów z miejsca odczynu zapalnego drogami limfatycznymi do lokalnych węzłów chłonnych (zob. rozdział 1.2.4).

9. Apoptoza neutrofilów, a następnie ich eferocytoza (niezapalna fagocytoza apoptotycznych neutrofilów przez makrofagi).

10. Uwalnianie przez makrofagi i fibroblasty mediatorów przeciwzapalnych i regeneracyjnych (np. kolagenu).

11. Wyciszenie i koniec odczynu zapalnego.

Miejscowej reakcji zapalnej towarzyszy reakcja systemowa, nosząca nazwę reakcji ostrej fazy. Jest ona wynikiem przedostania się do krążenia cytokin prozapalnych, w tym interleukin 1 i 6 (IL-1 i IL-6) oraz czynnika martwicy nowotworów α (tumor necrosis factor α,TNF-α), a także aktywacji komórek odległych narządów (ośrodkowego układu nerwowego, szpiku kostnego, kory nadnerczy, wątroby).

Systemowa reakcja ostrej fazy charakteryzuje się obecnością: gorączki, leukocytozy, zwiększonej syntezy hormonu adrenokortykotropowego (adrenocorticotropic hormone, ACTH) i kortykosteroidów (najsilniejsze endogenne czynniki supresyjne układu immunologicznego o działaniu przeciwzapalnym) oraz masywnej syntezy tzw. białek ostrej fazy, np. CRP (C-reactive protein, białko C-reaktywne).

Systemowa reakcja zapalna ostrej fazy kończy się wraz z wyciszeniem lokalnego odczynu zapalnego przez zahamowanie cytokin przeciwzapalnych: IL-10 oraz transformującego czynnika wzrostu β (transforming growth factor β, TGF-β). Jednak jeśli dojdzie do masywnego i niekontrolowanego uwalniania cytokin prozapalnych (burza cytokinowa), może rozwinąć się niebezpieczny dla życia wstrząs septyczny [6].

1.2.3.
Wykrywanie patogenów przez komórki odporności wrodzonej

Przełamanie barier anatomicznych przez patogeny we wrotach zakażenia uruchamia mechanizmy odporności wrodzonej układu immunologicznego. Mechanizmy te są aktywowane po wykryciu PAMP – struktur atakujących drobnoustrojów, które nie występują w świecie kręgowców. Cechą charakterystyczną PAMP jest ich oporność na mutacje i to, że są wspólne dla całych grup drobnoustrojów. Struktury PAMP są wykrywane przez swoiste dla nich receptory PRR (pattern recognition receptors, receptory rozpoznające wzorce). Na przykład lipopolisacharyd (LPS), wspólna struktura ściany komórkowej wszystkich bakterii Gram-ujemnych, jest wykrywany przez receptor TLR4. Do najważniejszych receptorów PRR należą błonowe receptory toll-podobne (toll-like receptors, TLR) i cytoplazmatyczne receptory podobne do domeny oligomeryzacji wiążącej nukleotydy, czyli receptory NLR (nucleotide-binding oligomerization domain [NOD]-like receptors, receptory NOD-podobne). Receptory PRR występują na komórkach odczynu zapalnego (komórkach fagocytarnych), keratynocytach skóry i komórkach nabłonkowych błon śluzowych. Wykrycie atakującego patogenu przez receptory PRR prowadzi do aktywacji inflamasomu (zespół białek cytoplazmatycznych wykrywających PAMP za pomocą receptorów PRR). Jest to kluczowy etap uruchamiania odczynu zapalnego, a w konsekwencji polaryzacji odpowiedzi immunologicznej w kierunku odpowiedzi humoralnej lub komórkowej [7–9].

1.2.4.
Odporność nabyta. Swoista antygenowo odporność humoralna i komórkowa

Przeciwzakaźna odporność humoralna (przeciwciała) chroni przed patogenami zewnątrzkomórkowymi (bakterie, grzyby, toksyny), a odporność typu komórkowego (Tc CD8+) przed pasożytami wewnątrzkomórkowymi (wirusy). Głównymi komórkami swoistej antygenowo odporności nabytej są limfocyty B (odporność humoralna) i limfocyty T (odporność komórkowa). Rozpoznanie patogenu polega na tym, że swoisty antygenowo receptor limfocytów B (B-cell receptor, BCR) i limfocytów T (T-cell receptor, TCR), w odróżnieniu od receptorów PRR, rozpoznaje tylko jedną determinantę antygenu, charakterystyczną dla danego patogenu. Zatem dla 100 różnych bakterii Gram-ujemnych stymulowanych jest 100 różnych klonów limfocytów B produkujących 100 różnych, ale swoistych dla każdej bakterii przeciwciał. Ta precyzja wymaga odpowiedniego przygotowania antygenu przez tzw. komórki prezentujące antygen (antygen presenting cells, APC) i kooperacji z receptorami BCR i TCR w indukcji odpowiedzi immunologicznej.

Odpowiedź immunologiczna (humoralna, komórkowa) jest reakcją limfocytów B i/lub T na kontakt z antygenem i składa się z dwóch etapów: fazy indukcyjnej (rozpoznanie antygenu i proliferacja antygenowo swoistych limfocytów) i fazy efektorowej (eliminacji/neutralizacji antygenu przez przeciwciała lub limfocyty T efektorowe).

W odpowiedzi typu humoralnego proces ten odbywa się w węzłach chłonnych, gdzie komórki APC napływające drogami limfatycznymi z tkanek objętych odczynem zapalnym prezentują antygeny patogenu limfocytom B i T (Th CD4+), które napływają drogą krwi. W tej fazie odpowiedzi immunologicznej, zwanej fazą indukcyjną, determinanty antygenu połączone na powierzchni komórek APC z antygenami MHC klasy II są rozpoznawane przez swoiste receptory BCR i TCR, co prowadzi do proliferacji limfocytów B i T. Limfocyty B przekształcone w plazmocyty produkują przeciwciała zdolne do wiązania/neutralizowania danego antygenu. Natomiast limfocyty B i T zróżnicowane w kierunku długo żyjących komórek pamięci immunologicznej zapewniają szybszą i bardziej skuteczną odpowiedź immunologiczną po kolejnym kontakcie z tym samym antygenem. Wyróżnia się pierwotną odpowiedź immunologiczną typu humoralnego, charakteryzującą się wysokim mianem przeciwciał klasy IgM i niskim mianem IgG, oraz odpowiedź wtórną, charakteryzującą się wysokim mianem IgG w surowicy i obecnością wydzielniczej sIgA w układzie MALT (mucosa-associated lymphoid tissue, układ odpornościowy błon śluzowych).

W surowicy w odpowiedzi na zakażenie pasożytnicze lub jako przeciwciała alergii anafilaktycznej mogą się również pojawić przeciwciała klasy IgE. Stężenie swoistych przeciwciał zanika kilka miesięcy po przebyciu infekcji, ale długo żyjące komórki pamięci pozwalają na szybką i masywną produkcję przeciwciał w przypadku kolejnej infekcji. Dlatego tak ważne są szczepienia ochronne, które przygotowują układ immunologiczny na kontakt z patogenem i zapewniają nabycie w sztuczny sposób odporności przeciwzakaźnej.

W odpowiedzi typu komórkowego na zakażenia patogenami wewnątrzkomórkowymi strategia układu immunologicznego jest inna. Antygenowo swoiste limfocyty T cytotoksyczne (Tc CD8+) rozpoznają zakażone komórki dzięki obecności na ich powierzchni białek patogenu sprzęgniętych z antygenami MHC klasy I. Dzięki temu limfocyt Tc odróżnia komórkę zakażoną od komórki zdrowej i niszczy tylko zakażoną komórkę wraz z patogenem. Podobnie jak w przypadku odpowiedzi humoralnej generowane są długo żyjące komórki pamięci Tc. Dzięki nim pacjenci, którzy przechorowali COVID-19 lub byli szczepieni, zostali zabezpieczeni przed ciężkim przebiegiem kolejnego zakażenia wirusem SARS-CoV-2 [1, 2].

1.2.5.
Mechanizmy obronne błon śluzowych (układ MALT)

Błony śluzowe są chronione przed zakażeniem przez fizjologiczny mikrobiom oraz liczne mechanizmy odporności wrodzonej (zob. rozdział 1.2.2). Barierę immunologiczną błon śluzowych stanowi rozsiana tkanka limfatyczna tworząca zintegrowany układ MALT. W obrębie MALT wyróżnia się tkankę limfatyczną: jelit (gut-associated lymphoid tissue, GALT), oskrzeli (bronchus-associated lymphoid tissue, BALT) oraz oka (eye-associated lymphoid tissue, EALT) (zob. rozdział 1.3). Szczególną rolę odgrywa układ GALT ze względu na to, że ma powierzchnię 20-krotnie większą niż skóra i stanowi potencjalnie główne wrota zakażenia patogenami. Antygenowo swoista odpowiedź immunologiczna typu humoralnego i komórkowego indukowana w obrębie GALT dzięki recyrkulacji limfocytów B i T prowadzi do rozwoju ogólnoustrojowej śluzówkowej odporności na dany antygen. W konsekwencji swoiste przeciwciała sIgA pojawiają również we łzach (zob. rozdział 1.3) [1].

1.2.6.
Odporność przeciwbakteryjna i przeciwgrzybicza

Bakterie, z pewnymi wyjątkami (np. Mycobacterium tuberculosis), są patogenami zewnątrzkomórkowymi, co powoduje, że głównymi reakcjami obronnymi organizmu są stan zapalny (fagocytoza) oraz odpowiedź typu humoralnego (przeciwciała). Bakterie chorobotwórcze atakują w formie planktonicznej, a główne wrota zakażenia stanowią błony śluzowe, uszkodzona skóra i krew.

Wyróżnia się następujące etapy infekcji bakteryjnej i nabywania odporności przeciwbakteryjnej:

1. Adherencja planktonicznych bakterii do komórek gospodarza. Proces ten może zostać zablokowany przez bakterie flory stałej (mikrobiom) oraz czynniki bakteriobójcze obecne w wydzielinach błon śluzowych (lizozym, laktoferyna). Równocześnie bakterie są wykrywane przez komórki wartownicze (keratynocyty, komórki nabłonkowe) za pomocą receptorów PRR, co prowadzi do indukcji lokalnego odczynu zapalnego.

2. Namnażanie się bakterii we wrotach zakażenia (ewentualnie uwalnianie toksyn). Rozwój stanu zapalnego prowadzi do eliminacji bakterii przez naciekające komórki fagocytarne (neutrofile, makrofagi). Neutrofile zabijają w fagolizosomie sfagocytowane bakterie za pomocą reaktywnych form tlenu, np. HOCl, będącego produktem układu mieloperoksydazy (MPO) (H₂O₂ + Cl–), oraz enzymów proteolitycznych. Bardzo istotną rolę w indukcji fagocytozy i zabijaniu bakterii odgrywa układ dopełniacza. Jednak wymienione mechanizmy w przypadku braku swoistych przeciwciał we wczesnej fazie zakażenia nie są w stanie zneutralizować toksyn bakteryjnych. W kolejnych zakażeniach tym samym patogenem mechanizmy odporności wrodzonej są wzmacniane przez odporność nabytą. Obecność swoistych przeciwciał ułatwia fagocytozę oraz neutralizuje toksyny bakteryjne, a interferon γ (IFN-γ), produkowany przez limfocyty T CD4+, stymuluje produkcję mikrobójczego tlenku azotu (NO) i aktywuje makrofagi do eliminacji patogenów wewnątrzkomórkowych.

3. Eliminacja bakterii i wyciszenie odczynu zapalnego lub przejście odczynu zapalnego i zakażenia w formę przewlekłą. Jeśli patogeny zostaną zabite i wyeliminowane, dochodzi do apoptozy neutrofilów, a makrofagi (M2) usuwają również zbyteczne już neutrofile. Jednak jeśli bakterie nie zostaną wyeliminowane, formują biofilm bakteryjny, w którym są chronione przed atakiem immunologicznym oraz przed antybiotykami. Ostre zakażenie przechodzi w formę przewlekłą [10–12].

Zakażenia grzybicze błon śluzowych najczęściej są spowodowane namnażaniem się drożdżaka Candida albicans, który jest elementem ludzkiego mikrobiomu. W normalnych warunkach nie daje żadnych objawów chorobowych, ale w stanach dysbakteriozy (zaburzenia mikrobiomu po antybiotykoterapii) lub osłabienia odporności organizmu (np. neutropenia) może się nadmiernie namnażać i powodować grzybicę różnych narządów. Głównym mechanizmem obronnym jest fagocytoza przez neutrofile i makrofagi.

1.2.7.
Odporność przeciwwirusowa

Wirusy, w odróżnieniu od bakterii, są obligatoryjnymi patogenami wewnątrzkomórkowymi, co warunkuje odmienną strategię układu immunologicznego w eliminacji zakażenia wirusowego.

Wyróżnia się następujące etapy infekcji wirusowej i nabywania odporności przeciwwirusowej (na przykładzie wirusów oddechowych):

1. Zakażenie drogą kropelkową – mechanizmy obronne BALT i EALT.

2. Adsorpcja i adherencja wirusa do powierzchni komórek nabłonkowych we wrotach zakażenia. Skuteczne zablokowanie tej fazy jest możliwe tylko dzięki neutralizacji określonych białek otoczki wirusa przez obecne swoiste IgA (np. białka S wirusa SARS-CoV-2). Ta sytuacja występuje we wtórnej odpowiedzi immunologicznej na zakażenie tym samym wirusem. Przy pierwszym kontakcie z wirusem dobrze ukrwiona błona śluzowa, nabłonek migawkowy i prawidłowy mikrobiom mogą ograniczyć wnikanie wirusa.

3. Replikacja wirusowego RNA/DNA i synteza pełnych wirionów w komórkach nabłonkowych dróg oddechowych. Reakcja obronna organizmu polega na miejscowej syntezie przeciwwirusowego interferonu typu I (IFN-α i IFN-β), chroniącego sąsiadujące komórki przed zakażeniem, oraz zabijaniu już zakażonych komórek przez komórki NK. Oba mechanizmy należą do odporności wrodzonej.

4. Transmisja wirusa do narządów docelowych (wiremia) i zakażenie innych osobników. Transmisja wirusa i zakażenie kolejnego osobnika drogą kropelkową jest możliwe dzięki wydalaniu zakaźnych cząstek wirusa przez zakażone komórki nabłonkowe błon śluzowych we wrotach zakażenia (viral shedding).

5. Wiremia. Obecność wirusa we krwi na powierzchni erytrocytów i transport do docelowych narządów. Głównym mechanizmem obronnym jest neutralizacja wirusa przez swoiste przeciwciała IgM i IgG.

6. Zakażanie komórek docelowych – w przypadku wirusów oddechowych wnikanie kwasów nukleinowych do cytozolu komórek pęcherzyków płucnych. Mechanizm obronny stanowi zabijanie zakażonych komórek przez swoiste antygenowo limfocyty T cytotoksyczne (Tc CD8+).

1.2.8.
Podsumowanie

Odporność przeciwzakaźna chroni przed groźnymi chorobami zakaźnymi, jeśli w trakcie inwazji patogenów funkcjonują i współpracują ze sobą mechanizmy odporności wrodzonej i nabytej. Taki stan odporności występuje przy drugim i kolejnym kontakcie z tym samym patogenem (antygenem), jako konsekwencja pamięci immunologicznej po naturalnym zakażeniu lub po szczepieniu.

Masowe szczepienia ochronne (uodparnianie czynne), zwłaszcza stosowane w profilaktyce zakażeń wirusowych, zapewniają nie tylko indywidualną odporność przeciwzakaźną (chronią przed ciężkimi postaciami choroby zakaźnej), lecz także odporność stadną (ograniczają rozwój epidemii/pandemii) [1].

Bierne przekazanie stanu odporności przeciwzakaźnej, które może dotyczyć tylko swoistej odporności typu humoralnego, polega albo na podaniu surowicy odpornościowej (np. surowicy przeciwtężcowej), albo na przekazaniu przeciwciał matczynych dziecku (transport IgG przez łożysko oraz transport IgA w siarze i mleku).

Piśmiennictwo

1. Bryniarski K., Siedlar M. (red.): Immunologia. Wydanie 2. Edra Urban & Patner, Wrocław 2023.

2. Abbas A.K., Lichtman A.H., Pillai S.: Cellular and molecular immunology. Eighth edition. Elsevier Saunders, Philadelphia 2014.

3. Aderem A., Underhill D.M.: Mechanisms of phagocytosis in macrophages. Ann. Rev. Immunol. 1999; 17: 593.

4. Czajka A.: Wolne rodniki tlenowe a mechanizmy obronne organizmu. Now. Lek. 2006; 75: 582–586.

5. Kalisz O., Wolski T., Gerkowicz M., Smorawski M.: Reaktywne formy tlenu (RTF) oraz ich rola w patogenezie niektórych chorób. Ann. UMCS. 2007; LXII: 87–99.

6. Goldenberg N.M., Steinberg B.E., Slutsky A.S., Lee W.L.: Broken barriers: a new take on sepsis pathogenesis. Sci. Transl. Med. 2011; 3: 25.

7. Akira S., Takeda K., Kaiso T.: Toll-like receptors: critical proteins linking innate and acquired immunity. Nat. Immunol. 2001; 2: 675–680.

8. Song D.H., Lee J.O.: Sensing of microbial molecular patterns by Toll-like receptors. Immunol. Rev. 2012; 250: 216–229.

9. Strowig T., Henao-Mejia J., Elinav E., Flavell R.: Inflammasomes in health and disease. Nature. 2012; 481: 278–286.

10. Carruthers V.B., Cotter P.A., Kumamoto C.A.: Microbial pathogenesis: mechanisms of infectious disease. Cell Host Microbe. 2007; 2: 214–219.

11. Casadevall A., Pirofski L.: Host-pathogen interactions: basic concepts of microbial commensalism, colonization, infection, and disease. Infect. Immun. 2000; 68: 6511–6518.

12. Marcinkiewicz J.: Neutrophil chloramines: missing link between innate and acquired immunity. Immunol. Today. 1997; 12: 577–580.

1.3.
Miejscowe mechanizmy obronne w zakażeniach narządu wzroku

Agnieszka Kubicka-Trząska

Oko podobnie, jak wszystkie inne narządy organizmu, jest wyposażone w doskonale rozwinięty system mechanizmów obronnych chroniących je przed czynnikami infekcyjnymi. Ochronę oczu zapewnia zarówno budowa anatomiczna, jak i wykształcone złożone procesy fizjologiczne. Struktury wchodzące w skład aparatu ochronnego oka to: brwi, powieki, rzęsy, spojówka, główny gruczoł łzowy oraz dodatkowe gruczoły łzowe wytwarzające łzy, które również biorą udział w złożonych mechanizmach obronnych powierzchni oka. Ważną rolę odgrywa odruch mrugania, który pozwala na usuwanie z powierzchni oka zanieczyszczeń [1].

Podstawową funkcją aparatu ochronnego oka jest przede wszystkim stworzenie silnej bariery, która zapobiega przyleganiu drobnoustrojów do powierzchni nabłonka rogówki i spojówki oraz eliminuje i hamuje proliferację patogenów. Ponadto aparat ochronny oka w przypadku zakłócenia funkcjonowania wrodzonych mechanizmów obronnych, może aktywować odporność nabytą, pełniącą ważną rolę w eliminacji szkodliwych czynników zakaźnych [2].

Na straży bezpieczeństwa i integralności środowiska wewnątrzgałkowego stoją bariery tkankowe, tj. bariera krew–siatkówka oraz immunosupresyjne właściwości płynów wewnątrzgałkowych, chroniące narząd wzroku przed wtargnięciem w jego mikrośrodowisko czynników infekcyjnych. Te bariery obronne podlegają niewystępującym w innych miejscach organizmu mechanizmom regulacyjnym, które kontrolują odpowiedź zapalną, w celu zminimalizowania uszkodzeń struktur oka [2].

1.3.1.
Brwi, powieki i rzęsy. Odruch mrugania

Brwi chronią powierzchnię oka przed zanieczyszczeniami środowiska zewnętrznego. Rzęsy stanowią „pułapkę” dla drobnoustrojów, uniemożliwiając im przedostanie się do worka spojówkowego. W powiekach znajdują się liczne gruczoły (tarczkowe Meiboma, łojowe Zeisa, rzęskowe Molla), produkujące m.in. kwasy tłuszczowe, kwas mlekowy i lipidy. Wszystkie te składniki biorą udział w mechanizmach obronnych powierzchni oka.

Odruch mrugania, dzięki któremu łzy równomiernie są rozprowadzane na powierzchni gałki ocznej, również bierze udział w ochronie powierzchni oka przed czynnikami chorobotwórczymi.

Prawidłowa budowa, ruchomość i ułożenie powiek determinują właściwe rozprowadzenie łez oraz nawilżenie powierzchni oka [1].

1.3.2.
Gruczoły łzowe i łzy

Gruczoły łzowe i łzy są kluczowym elementem układu odpornościowego przedniego odcinka gałki ocznej. W przypadku dostania się do oka ciała obcego dochodzi do zwiększenia ilości produkowanych łez, co stanowi ważny mechanizm wypłukiwania potencjalnie niebezpiecznego zanieczyszczenia z worka spojówkowego.

Łzy są wytwarzane przez gruczoł łzowy główny i gruczoły łzowe dodatkowe. Gruczoł łzowy główny znajduje się w przedniej części oczodołu, w jego skroniowo-górnym kącie, w zagłębieniu zwanym dołem gruczołu łzowego. Dodatkowe gruczoły łzowe (gruczoły Krausego) są zlokalizowane w górnym załamku spojówki (20–40 gruczołów) i dolnym załamku spojówki (6–8 gruczołów). Gruczoły Wolfringa, zazwyczaj w liczbie od 2 do 5, znajdują się wzdłuż górnego brzegu tarczki powieki górnej, a gruczoły Popova są umiejscowione w mięsku łzowym. Dawniej sądzono, że główny gruczoł łzowy jest odpowiedzialny tylko za wydzielanie odruchowe łez, a gruczoły łzowe dodatkowe biorą udział tylko w podstawowym wydzielaniu łez. Ostatnie badania wykazały jednak, że zarówno gruczoł łzowy główny, jak i gruczoły łzowe dodatkowe mogą brać udział w odruchowym wydzielaniu łez [3, 4].

Podstawowa produkcja łez jest szacowana na około 1,2 µl/minutę. Wydzielanie odruchowe może doprowadzić do nawet 100-krotnego zwiększenia tej produkcji. Grubość prawidłowego filmu łzowego wynosi 7–8 µm, a objętość na powierzchni oka około 7 µl. Uważa się, że gruczoły łzowe dodatkowe są odpowiedzialne za wytwarzanie blisko 10% całkowitej objętości łez [3, 5].

Film łzowy składa się z następujących trzech warstw:

• wewnętrznej (mucynowej), znajdującej się najbliżej powierzchni oka, produkowanej przez komórki kubkowe spojówki i rogówki; jej zadaniem jest wyrównanie nierówności powierzchni oka; ponadto zawarte w tej warstwie mucyny transbłonowe zapobiegają adhezji czynników zaburzających prawidłowe funkcjonowanie struktur oka;

• środkowej (wodnej), najgrubszej warstwy filmu łzowego, produkowanej przez gruczoł łzowy główny i gruczoły łzowe dodatkowe; zapewnia ona odpowiednie nawilżenie powierzchni oka, zawiera niezbędne substancje odżywcze i chroniące oko przed czynnikami chorobotwórczymi, m.in. wydzielniczą IgA i pozytywnie naładowane cząsteczki białek;

• zewnętrznej (lipidowej), produkowanej przez gruczoły tarczkowe Meiboma i łojowe Zeisa, stabilizującej film łzowy, ograniczającej parowanie łez i zapewniającej poślizg powiekom.

1.3.3.
Czynniki łez biorące udział w reakcjach obronnych powierzchni oka

Odpowiednia objętość filmu łzowego oraz jego prawidłowy skład, osmolarność i stabilność to ważne elementy homeostazy immunologicznej oka. Łzy zawierają wiele czynników biorących udział w immunologicznych mechanizmach obronnych powierzchni oka [2, 6], które wymieniono poniżej.

Lizozym, białko kationowe, jest pierwszym zidentyfikowanym enzymem hydrolizującym ściany komórek bakteryjnych, głównie Gram-dodatnich [6]. Podobnie wydzielnicza fosfolipaza A2 (secretory phospholipase A2, sPLA2) jest ważnym białkiem biorącym udział w mechanizmach obronnych przeciwko bakteriom Gram-dodatnim [2, 6]. Czynnikami neutralizującymi mikroorganizmy są także kationowe peptydy antydrobnoustrojowe (cationic antimicrobal peptides, CAMP), α-defensyny, wydzielniczy inhibitor proteaz leukocytarnych 1 (secretory leukocyte protease inhibitor, SLP1) oraz β-lizyna hamująca aktywność katalazy i peroksydazy. W warstwie wodnej filmu łzowego jest również obecne białko bakteriobójcze zwiększające przepuszczalność błon bakterii Gram-ujemnych (bactericidal permeability increasing protein, BPI), będące zawartością ziarnistości neutrofilów [2, 6].

Histatyny są małymi bogatymi w histydynę kationowymi białkami wykazującymi aktywność przeciwgrzybiczą [2, 6].

Laktoferyna jest kluczowym białkiem filmu łzowego, stanowiącym około 25% wszystkich białek zawartych we łzach. Ta wielofunkcyjna glikoproteina odgrywa istotną rolę w utrzymaniu homeostazy układu odpornościowego powierzchni oka i w zapewnieniu odporności nieswoistej (wrodzonej). Wykazuje silne działanie antyoksydacyjne, przeciwzapalne, a także hamuje rozwój i wzrost patogenów [7, 8]. Po wystąpieniu zakażenia lektoferyna wykazuje silne działanie immunotropowe, stymulując komórki układu odpornościowego do szybkiego dojrzewania i regulacji odpowiedzi immunologicznej. Laktoferynę charakteryzuje szerokie spektrum działania. Ma ona właściwości przeciwbakteryjne, przeciwwirusowe i przeciwgrzybicze. Podstawą bakteriostatycznego działania laktoferyny jest zdolność do wiązania jonów żelaza, które są niezbędne do prawidłowego wzrostu patogenów, oraz hamowanie tworzenia się biofilmu bakteryjnego. Wykazano silne działanie bakteriostatyczne laktoferyny względem bakterii: Haemophilus influenzae, Streptococcus spp., Staphylococcus spp., Pseudomonas spp., Bacillus subtilis i Escherichia coli. Działanie przeciwwirusowe laktoferyny zachodzi we wczesnej fazie infekcji i polega na zapobieganiu przedostawaniu się wirusa do komórek gospodarza przez bezpośrednie wiązanie się ze znajdującymi się na jego powierzchni cząsteczkami oraz receptorami komórkowymi i hamowaniu interakcji wirus–komórka gospodarza. Białko to działa przeciwko wirusom: RSV (respiratory syncytial virus), HSV (Herpes simplex virus), CMV (cytomegalovirus), HIV (human immunodeficiency virus) oraz HPV (human papillomavirus) [7].

Zawarta we łzach lipokalina, będąca prealbuminą produkowaną w głównym gruczole łzowym, ma zdolność wiązania się z sideroforami wydzielanymi przez niektóre bakterie i grzyby, dzięki czemu uniemożliwia prawidłowy transport jonów żelaza do wnętrza komórki. Lipokalina zatem, podobnie jak laktoferyna, działa bakteriostatycznie przez hamowanie transportu jonów żelaza do komórki. Ponadto niektóre izoformy lipokainy chronią powierzchnię oka przed szkodliwym działaniem proteaz cysteinowych wytwarzanych przez część patogenów [6].

Głównym przeciwciałem łez jest wydzielnicza immunoglobulina IgA, która ma zdolność wiązania się z bakteriami i wirusami, w wyniku czego powstają kompleksy immunologiczne, co sprawa, że związane w agregaty drobnoustroje nie mogą się związać z komórkami nabłonka gospodarza. Stężenie wydzielniczej IgA we łzach jest wyższe niż stężenie IgA w surowicy. Wydzielnicza IgA jest produkowana przez komórki plazmatyczne znajdujące w gruczole łzowym głównym, gruczołach łzowych dodatkowych oraz w tkance limfoidalnej związanej ze spojówką (conjunctiva-associated lymphoid tissue, CALT) [1, 6].

Białka układu dopełniacza, głównie C3 i B, obecne we łzach w niskich stężeniach, mediują fagocytozę oraz mogą wywołać lizę komórek bakteryjnych i wirusowych [1, 2].

Białka surfaktantu A i D są produkowane przez gruczoł łzowy oraz komórki nabłonka rogówki i spojówki. Białko surfaktantu D hamuje wzrost niektórych bakterii Gram-ujemnych, a ponadto promuje fagocytozę i hamuje inwazję komórek nabłonka przez bakterię Pseudomonas aeruginosa. Surfaktant uniemożliwia adhezję bakterii do komórek nabłonka gospodarza [6].

Kwas mlekowy oraz kwasy tłuszczowe produkowane przez gruczoły łojowe brzegów powiek mają silne właściwości hamowania replikacji bakterii [6].

Skład filmu łzowego zmienia się dynamicznie w ciągu doby i zależy od tego, czy powieki są otwarte, czy zamknięte. Film łzowy przy otwartych powiekach zawiera lizozym, lakteferynę i immunoglobulinę IgA. Zamknięcie powiek, np. podczas snu, powoduje wzrost stężenia IgA, a spojówkowe limfocyty i ich produkty zaczynają kolonizować powierzchnię rogówki i w ten sposób tworzą bardzo ważny element obronny oka [9].

1.3.4.
Spojówka

Prawidłowa spojówka stanowi naturalną barierę ochronną oka przed inwazją patologicznych drobnoustrojów [10, 11].

W nabłonku spojówki znajdują się wyspecjalizowane komórki wydzielnicze – komórki kubkowe, które w odpowiedzi na czynniki mikrobiologiczne wydzielają wiele składników, wchodzących w skład filmu łzowego i biorących udział w reakcjach obronnych powierzchni oka [10, 11]. Należą do nich m.in.: peroksydaza, defensyny, mucyny (MUC5AC, MUC1, MUC4 i MUC16) oraz transformujący czynnik wzrostu β (transforming growth factor β, TGF-β), który wpływa na modulowanie fenotypu komórek dendrytycznych [10–12].

Komórki dendrytyczne, będące rozproszonymi w tkankach elementami układu odpornościowego, są komórkami prezentującymi antygen (antigen presenting cells, APC). Mają zdolność prezentacji antygenów przez cząsteczki MHC (major histocompatibility complex, główny kompleks zgodności tkankowej) klas I i II, co umożliwia im swoiste pobudzenie zarówno limfocytów T pomocniczych, jak i komórek T cytotoksycznych. W warunkach fizjologicznych komórki kubkowe są również zdolne do ekspresji eotaksyny 3, która wykazuje działanie chemotaktyczne wobec komórek dendrytycznych i limfocytów T [11].

W spojówce znajduje się wiele różnorodnych komórek układu immunologicznego – poza wspomnianymi komórkami dendrytycznymi są to także limfocyty T i B, mastocyty, neutrofile, komórki plazmatyczne oraz makrofagi [12, 14].

Limfocyty T są dominującą subpopulacją limfocytów spojówkowych, znajdujących się przede wszystkim w nabłonku i w istocie właściwej spojówki. Subpopulacja limfocytów B jest mniej liczna. Pojedyncze komórki zasiedlają głównie istotę właściwą załamków worka spojówkowego. W spojówce znajdują się immunoglobuliny wszystkich klas. W procesach obronnych biorą także udział komórki nabłonka spojówki, które mają właściwości fagocytarne. Zjawisko nabłonkowej fagocytozy zaobserwowano w zakażeniach wywołanych np. chlamydiami [15].

Wchodząca w skład istoty właściwej spojówki tkanka limfatyczna (CALT), będąca elementem tkanki limfatycznej związanej z błonami śluzowymi (mucosal-associated lymphoid tissue, MALT), zawiera komórki nabłonka o właściwościach wydzielniczych i limfocyty B, które tworzą grudki chłonne [15, 16]. W obrębie tej warstwy spojówki oprócz wspomnianych komórek układu odpornościowego tworzących tkankę CALT występują także: śródnabłonkowe limfocyty oraz populacje limfocytów Th CD4+ i Tc CD8+, limfocytów z receptorami CD45Ro+ i CD25+, komórki plazmatyczne wytwarzające głównie immunoglobulinę klasy A oraz komórki dendrytyczne i makrofagi [14–17].

Tkankę limfatyczną związaną z okiem EALT (eye-associated lymphoid tissue) poza CALT tworzy tkanka limfatyczna związana z układem produkującym i odprowadzającym łzy, czyli LDALT (lacrimal drainage-associated lymphoid tissue), w skład którego wchodzą: gruczoł łzowy, woreczek łzowy i przewody nosowo-łzowe [18]. Tkanka ta składa się z grudek chłonnych, których rolą jest wychwytywanie i prezentacja antygenów, a także występujących w istocie właściwej tej tkanki limfocytów T oraz komórek dendrytycznych, makrofagów, komórek tucznych, limfocytów B i komórek plazmatycznych wydzielających immunoglobulinę IgA [16–18]. W obrębie LDALT występują również limfocyty T regulatorowe, które wytwarzają TGF-β oraz interleukinę 10 (IL-10), warunkując stan immunosupresji i tolerancji immunologicznej powierzchni oka [18].

1.3.5.
Rogówka

Ważnym elementem chroniącym powierzchnię oka przed drobnoustrojami chorobotwórczymi jest powierzchowna warstwa komórek nabłonka rogówki. Komórki nabłonka rogówki są ze sobą ściśle połączone czterema typami połączeń międzykomórkowych, tzn.: połączeniami ścisłymi, desmosomami, połączeniami szczelinowymi i połączeniami przylegającymi [19]. Połączenia te zapewniają ciągłość i szczelność rogówki, chroniąc ją przed czynnikami zewnętrznymi, w tym chorobotwórczymi mikroorganizmami. Ścisły typ połączeń między komórkami jest ponadto odpowiedzialny za utrzymanie polaryzacji komórek, której utrata zwiększa ryzyko inwazji przez patogeny [4].

Powierzchowna warstwa komórek nabłonka jest pokryta mucyną, która zawiera transbłonowe mucyny: MUC1, MUC4, MUC5AC, MUC15, MUC16 oraz MUC20 [20–22]. Mucyny o dużej masie cząsteczkowej, tj. MUC4 i MUC16, są zakotwiczone w rogówce, a ich hydrofilowe części wnikają do warstwy wodnej filmu łzowego i utrzymują ją na powierzchni komórek nabłonka. MUC7 jest jedyną rozpuszczalną mucyną obecną w tkankach oka, wykazano jej obecność w komórkach gruczołu łzowego i spojówce. Mucyny wraz z galektyną 3 tworzą kompleksy na powierzchni glikokaliksu komórek nabłonka powierzchni oka i fizyczną barierę zapewniającą skuteczną ochronę przed inwazją szkodliwych czynników zewnętrznych. Wychwycone i uwięzione w mucynie patogeny są niszczone przez obecne w filmie łzowym białka, m.in. lizozym, oraz wydzielniczą immunoglobulinę IgA , a następnie, unicestwione, są usuwane z powierzchni oka na skutek odruchu mrugania [20].

MUC16 ma także właściwości przeciwadhezyjne, ograniczające kolonizację rogówki przez bakterie, a wraz z MUC1 przeciwdziała ekspresji cytokin prozapalnych, takich jak IL-6 i IL-8 oraz czynnik martwicy nowotworu α (tumor necrosis factor α, TNF-α), biorąc w ten sposób udział w utrzymaniu immunologicznej homeostazy powierzchni oka [22].

Komórki nabłonka rogówki wytwarzają cytokiny stanowiące ważny czynnik chroniący powierzchnię oka przed uszkodzeniami przez różne czynniki zewnętrzne. Komórki nabłonka rogówki produkują interleukinę IL-1α w odpowiedzi na uszkodzenia błony komórkowej przez czynniki infekcyjne lub uraz. Jej przewlekłe uwalnianie prowadzi do lokalnego pobudzenia układu immunologicznego i neowaskularyzacji rogówki. Komórki nabłonka przez ekspresję antagonisty IL-1α, jakim jest receptor IL-1α, mają zdolność modulowania wydzielania tej prozapalnej cytokiny [23].

Keratocyty również tworzą ważny element mechanizmów obronnych oka; pod wpływem IL-1α oraz TNF-α, komórki te wytwarzają IL-6 oraz defensyny, które wykazują szerokie spektrum działania przeciwdrobnoustrojowego oraz przyspieszają gojenie nabłonka rogówki [24].

Ważnym elementem układu odpornościowego rogówki są komórki Langerhansa (komórki dendrytyczne), które są komórkami prezentującymi antygen; na ich powierzchni występują cząsteczki głównego kompleksu zgodności tkankowej MCH II. Komórki Langerhnsa znajdują się głównie w obwodowej części rogówki, a ich funkcja polega na stymulacji produkcji limfocytów. Są one zdolne do migracji i mogą przekazać do innych komórek układu odpornościowego informację o wykryciu ataku przez obce patogeny. Komórki Langerhansa mają również zdolność fagocytozy i zniszczenia drobnoustrojów [20, 23, 25].

W wyniku podrażnienia wolnych zakończeń nerwów czuciowych rogówki w wyniku dostania się drobnoustrojów lub urazu powierzchni oka dochodzi do uwalniania neuropeptydów: substancji P i peptydu związanego z genem kalcytoniny, które stymulują wydzielanie cytokin. Oba białka wiążą się z komórkami nabłonka rogówki i indukują produkcję IL-8, co z kolei prowadzi do mobilizacji neutrofilów i stymulacji reakcji obronnych [23, 25].

W obwodowej części rogówki stwierdzono obecność białek układu dopełniacza, prawdopodobnie jako wynik ich dyfuzji z naczyń krwionośnych okołorąbkowych do rogówki. Aktywacja układu dopełniacza na drodze klasycznej lub alternatywnej jest również elementem reakcji zapalnych rogówki [26].

Brak naczyń krwionośnych i limfatycznych czyni rogówkę tkanką immunologicznie uprzywilejowaną. Pod względem immunologicznym obwodowa część rogówki różni się znacznie od jej strefy centralnej, co wiąże się z obecnością naczyń krwionośnych w okolicy okołorąbkowej. Obecność tej sieci naczyń krwionośnych umożliwia przenikanie immunoglobulin, białek układu dopełniacza, neutrofilów, limfocytów, komórek plazmatycznych i mastocytów do rogówki, przy czym ich zagęszczenie jest wyraźnie większe w obwodowej części rogówki niż w jej centrum [25, 26].

Każdy mikroorganizm pobudza różne lokalne reakcje obronne, ale w każdym przypadku dochodzi do uruchomienia mechanizmów wrodzonej i nabytej odpowiedzi immunologicznej. Wyróżnia się dwa etapy reakcji obronnych: wczesną i późną, odpowiadające odpowiednio wrodzonej i nabytej odpowiedzi immunologicznej (zob. rozdział 1.2). Wczesny etap charakteryzuje się szybką reakcją obronną, którą zostaje uruchomiona w ciągu kilku minut lub najwyżej kilku godzin od ataku patogenów. Obce cząsteczki mogą się bardzo szybko namnażać, co powoduje, że obronne mechanizmy immunologiczne (z udziałem neutrofilów) mogą być niewydolne w zwalczaniu inwazji drobnoustrojów. Jeśli te mechanizmy zawodzą, dochodzi do aktywacji innych mechanizmów adaptacyjnych z udziałem komórek Langerhansa, które identyfikują obcy antygen w rogówce. Ta nabyta odporność zwykle pojawia się w ciągu 24–48 godzin, ale może upłynąć kilka dni, zanim dojdzie do pełnej aktywacji późnych mechanizmów obronnych [1]. Prezentacja obcego antygenu na komórkach Langerhansa, które posiadają zdolność ekspresji cząsteczek MHC II, prowadzi do aktywacji komórek T CD4+, wydzielania cytokin i mobilizacji innych komórek układu odpornościowego, np. makrofagów, które biorą udział w niszczeniu drobnoustrojów [23, 25].

1.3.6.
Przednia komora oka

Obecna w przedniej komorze oka ciecz wodnista wykazuje silne właściwości immunosupresyjne i przeciwzapalne [26].

Wykazano, że ciecz wodnista zawiera wiele substancji o działaniu hamującym odpowiedź immunologiczną zarówno swoistą, jak i nieswoistą – wrodzoną i nabytą, do których należą: cytokiny, neuropeptydy i czynniki wzrostu [27].

W warunkach fizjologicznych w cieczy wodnistej występuje wazoaktywny peptyd jelitowy (vasoactive intestinal peptide, VIP), który działa hamująco na aktywację i różnicowanie limfocytów T, oraz hormon melanotropowy α (α melanocyte stimulating hormone, α-MSH), który zapobiega wydzielaniu przez limfocyty T cytokin prozapalnych [27, 28].

Ciecz wodnista jest bogata w rozpuszczalną postać liganda CD95 (CD95L), którego główną funkcją biologiczną jest indukcja apoptozy, w tym również komórek układu odpornościowego. W cieczy wodnistej są także obecne inhibitory układu dopełniacza [27].

Przednia komora oka, ze względu na unikalny mechanizm odpowiedzi zapalnej, jest uważana za miejsce uprzywilejowane immunologicznie [15].

Umieszczenie w przedniej komorze oka obcego antygenu powoduje wyzwolenie mechanizmów immunologicznych związanych z produkcją przeciwciał IgG i limfocytów cytotoksycznych. Nie obserwuje się natomiast nadwrażliwości typu późnego (IV typ odpowiedzi immunologicznej), co jest wynikiem pobudzenia specyficznych antygenowo komórek T supresyjnych, a także obecnością w płynie komorowym cytokin, z których najważniejszą rolę odgrywa transformujący czynnik wzrostu β2 (transforming growth factor β2, TGF-β2). Zjawisko to jest nazywane odmiennością immunologiczną komory przedniej oka (anterior chamber-associated immune deviation, ACAID). Zetknięcie się w komorze przedniej oka antygenu z makrofagami pochodzącymi z tęczówki lub ciała rzęskowego prowadzi do ich przekształcenia pod wpływem modulatorów obecnych w cieczy wodnistej w typowe komórki prezentujące antygen [15, 25]. Komórki te migrują przez beleczkowanie i kanał Schlemma do układu krążenia i dostają się do śledziony. W śledzionie dochodzi do aktywacji powstawania dwóch populacji limfocytów T [15, 25]. Pierwsza z nich to limfocyty T CD4+ CD25+, które wpływają na hamowanie aktywacji i różnicowanie naiwnych limfocytów T w komórki efektorowe, głównie Th1, a druga to limfocyty T CD8+, syntetyzujące IL-10 i TGF-β – substancje hamujące opóźnioną reakcję nadwrażliwości typu IV [26, 29].

Wśród innych czynników płynu przedniokomorowego, biorących udział w obronnych mechanizmach przeciwzapalnych, należy także wymienić lizozym, którego stężenie w przypadku inwazji bakteryjnej wzrasta 10-krotnie i osiąga poziom identyczny jak w osoczu [15].

1.3.7.
Mechanizmy obronne naczyniówki i siatkówki

Przedostawaniu się drobnoustrojów do oka drogą krwi sprzyja bardzo dobre ukrwienie gałki ocznej, szczególnie błony naczyniowej i siatkówki. Jednak przenikanie patologicznych czynników jest hamowane przez tzw. lokalne mechanizmy obronne, do których należą: bariera krew–siatkówka, supresja wywołana „rezydującymi komórkami” („resident cells”) oraz płyny wewnątrzgałkowe [26, 27, 30].

Chociaż gałka oczna jest bogato unaczynionym narządem, to jej środowisko wewnętrzne jest oddzielone od układu krążenia podwójną barierą krew–siatkówka. Barierę wewnętrzną tworzy śródbłonek naczyń włosowatych siatkówki, a zewnętrzną – warstwy komórek nabłonka barwnikowego siatkówki. Naczynia włosowate siatkówki różnią się od naczyń w innych miejscach organizmu człowieka obecnością nieprzepuszczalnych struktur oraz odmiennych układów enzymatycznych komórek śródbłonka. Stanowią one pierwszą linię obrony przeciwko wtargnięciu do mikrośrodowiska oka patologicznych czynników chorobotwórczych [30]. Uszkodzenie bariery krew–siatkówka umożliwia przedostanie się zakaźnych patogenów do wnętrza gałki ocznej, co aktywuje kolejne mechanizmy obronne. Niektóre komórki tęczówki, ciała rzęskowego i naczyniówki oraz komórki nabłonka barwnikowego siatkówki pełnią funkcję potencjalnych komórek supresyjnych, zdolnych do zahamowania proliferacji limfocytów T pomocniczych [31, 32]. W stanach zapalnych na powierzchni tych komórek dochodzi do ekspresji cząsteczek MHC II, co powoduje bezpośredni kontakt limfocytów T pomocniczych z komórkami o właściwościach supresyjnych. W efekcie dochodzi do zahamowania odpowiedzi immunologicznej, a tym samym odczynów zapalnych wywołanych wtargnięciem obcego drobnoustroju do wnętrza oka. Komórki o takich właściwościach, nazywane „komórkami rezydującymi”, stanowią kolejną linię obrony [31, 32].

Wykazano, że komórki śródbłonka ciałka rzęskowego wykazują ekspresję białek rozpoznających peptydoglikany (peptidoglycan recognition proteins 2, PGLYRP-2). Białka te mają działanie bakteriostatyczne i bakteriobójcze [33]. Mechanizm ich działania bójczego wiąże się z rozpoznawaniem bakteryjnych peptydoglikanów i lipopolisacharydów, co uaktywnia mechanizm zabijania bakterii przez depolaryzację ich błony komórkowej oraz stres oksydacyjny [33]. Z kolei komórki nabłonka barwnikowego ciała rzęskowego wytwarzają trompospondynę, czynnik TGF-β oraz prostaglandynę PGE2 – substancje hamujące odpowiedź immunologiczną [33].

Komórki nabłonka barwnikowego tęczówki zawierają marker CD86, który oddziałując z białkiem związanym z limfocytami cytotoksycznymi (cytotoxic T-lymphocyte-associated protein 4, CTLA-4), występującym na powierzchni limfocytów T, wpływa na ich różnicowanie w limfocyty T o właściwościach utrzymujących stan immunotolerancji [34]. Na komórkach nabłonka barwnikowego tęczówki wykazano także obecność receptorów toll-podobnych (toll-like receptors, TLR), które po połączeniu się ze strukturami nazywanymi wzorcami molekularnymi związanymi z patogenami (pathogen-associated molecular pattern, PAMP), powodują intensywne wydzielanie prozapalnej IL-8 oraz białka chemotaktycznego monocytów 1 (monocyte chemoattractant protein 1, MCP-1) [32]. W naczyniówce człowieka znajdują się również wewnątrzkomórkowe receptory odporności naturalnej (nucleotide-binding oligomerization domain containing 2, NOD2), które w przebiegu procesów zapalnych oddziałują aktywująco na receptory TLR, w wyniku czego dochodzi do intensywnego wytwarzania prozapalnych cytokin [34].

Komórki nabłonka barwnikowego siatkówki wytwarzają trombospondynę, która bierze udział w aktywacji TGF-β, wpływając na hamowanie reakcji zapalnych [35]. W nabłonku barwnikowym siatkówki podobnie, jak w komórkach nabłonka barwnikowego tęczówki, występują receptory TLR, odgrywające kluczową rolę w odpowiedzi odpornościowej nieswoistej [32]. Ponadto wykazano, że na utrzymanie homeostazy siatkówki wpływają występujące w niej komórki mikrogleju, który wykazuje silne działanie przeciwzapalne [36].

Płyny wewnątrzgałkowe stanowią trzecią linię obrony środowiska wewnątrzgałkowego. Komórki zapalne, które przedostały się przez barierę krew–siatkówka oraz barierę złożoną z komórek o właściwościach supresyjnych, są przechwytywane przez immunosupresyjne środowisko płynów wewnątrzgałkowych. Zarówno ciecz wodnista, jak i ciało szkliste zawierają rozpuszczalne czynniki hamujące aktywację limfocytów i ich proliferację. Supresyjne właściwości wewnątrzgałkowych płynów są uzależnione od czynników wytwarzanych przez komórki wyścielające komory gałki ocznej, czyli wspomniane już wcześniej „komórki rezydujące”, do których należą: wazoaktywny polipeptyd jelitowy (VIP), hormon stymulujący melanocyty (α-MSH), kortyzol, antagonista receptora IL-1, prostaglandyny oraz transformujący czynnik wzrostu β (TGF-β) [37].

Lokalne mikrośrodowisko zarówno powierzchni, jak i wnętrza gałki ocznej oraz związane z nimi wrodzone i nabyte mechanizmy obronne stoją na straży zachowania integralności tego narządu, chroniąc go przed inwazją różnorodnych czynników chorobotwórczych.

Piśmiennictwo

1. Akpek E.K., Gottsch J.D.: Immune defense at the ocular surface. Eye. 2003; 17: 949–956.

2. Mochizuki M., Sugita S., Kamoi K.: Immunological homeostasis of the eye. Prog. Retin. Eye Res. 2013; 33: 10–27.

3. Conrady C.D., Joos Z.P., Patel B.C.: Review. The lacrimal gland and its role in dry eye. J. Ophthalmol. 2016; 2016: 7542929.

4. Pflugfelder S.C., Stern M.E.: Biological functions of tear film. Exp. Eye Res. 2020; 197: 108115.

5. Rolando M., Zierhut M.: The ocular surface and tear film and their dysfunction in dry eye disease. Surv. Ophthalmol. 2001; 45: S203–S210.

6. McDermott A.M.: Antimicrobial compounds in tears. Exp. Eye Res. 2013; 117: 53–61

7. Wakabayashi H., Oda H., Yamauchi K., Abe F.: Lactoferrin for prevention of common viral infections. J. Infect. Chemother. 2014; 20: 666–671.

8. Jenssen H., Hancock R.E.: Antimicrobial properties of lactoferrin. Biochimie. 2009; 91: 19–29.

9. Knop N., Knop E.: Regulation of the inflammatory component in chronic dry eye disease by the eye-associated lymphoid tissue (EALT). Dev. Ophthamol. 2010; 45: 23–39.

10. García-Posadas L., Contreras-Ruiz L., Soriano-Romaní L. i wsp.: Conjunctival goblet cell function: effect of contact lens wear and cytokines. Eye Contact Lens. 2016; 42: 83–90.

11. Tukler Henriksson J., Coursey T.G., Corry D.B. i wsp.: IL-13 stimulates proliferation and expression of mucin and immunomodulatory genes in cultured conjunctival goblet cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 2015; 56: 4186–4197.

12. Contreras-Ruiz L., Masli S.: Immunomodulatory cross-talk between conjunctival goblet cells and dendritic cells. PLoS One. 2015; 10: e0120284.

13. Farid M., Agrawal A., Fremgen D., Tao J. i wsp.: Age-related defects in ocular and nasal mucosal immune system and the immunopathology of dry eye disease. Ocul. Immunol. Inflamm. 2016; 24: 327–347.

14. McCauley H.A., Guasch G.: Three cheers for the goblet cell: maintaining homeostasis in mucosal epithelia. Trends Mol. Med. 2015; 21: 492–503.

15. de Paiva C.S., St. Leger A.J., Caspi R.R.: Mucosal immunology of the ocular surface. Mucosal Immunol. 2022; 15: 1143–1157.

16. Schuh J.C.L.: Mucosa-associated lymphoid tissue and tertiary lymphoid structures of the eye and ear in laboratory animals. Toxicol. Pathol. 2021; 49: 472–482.

17. Shen L., Barabino S., Taylor A.W., Dana M.R.: Effect of the ocular microenvironment in regulating corneal dendritic cell maturation. Arch. Ophthalmol. 2007; 125: 908–915.

18. Knop E., Knop N.: Influence of the eye-associated lymphoid tissues (EALT) of inflammatory ocular surface disease. Ocul. Surf. 2005; 3: S180–S186.

19. Knop E., Knop N.: Anatomy and immunology of the ocular surface. Chem. Immunol. Allergy. 2007; 92: 36–49.

20. Mantelli F., Mauris J., Argüeso P.: The ocular surface epithelial barrier and other mechanisms of mucosal protection: from allergy to infectious diseases. Curr. Opin. Allergy Clin. Immunol. 2013; 13: 563–568.

21. Hodges R.R., Dartt D.A.: Tear film mucins: front line defenders of the ocular surface; comparison with airway and gastrointestinal tract mucins. Exp. Eye Res. 2013; 117: 62–78.

22. Menon B.B., Kaiser-Marko C., Spurr-Michaud S. i wsp.: Suppression of Toll-like receptor-mediated innate immune responses at the ocular surface by the membrane-associated mucins MUC1 and MUC16. Mucosal Immunol. 2015; 8: 1000–1008.

23. Cubitt C.L., Lausch R.N., Oakes J.E.: Synthesis of type II interleukin-1 receptors by human corneal epithelial cells but not by keratocytes. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2001; 42: 701–704.

24. Haynes R.J., Tighe P.J., Dua H.S.: Antimicrobial defensin peptides of the human ocular surface. Br. J. Ophthalmol. 1999; 83: 737–741.

25. Treacy O., Fahy G., Ritter T., O’Flynn L.: Corneal immunosuppressive mechanisms, anterior chamber-associated immune deviation (ACAID) and their role in allograft rejection. Methods Mol. Biol. 2016; 1371: 205–214.

26. Ratajczak W., Tokarz-Deptuła B., Deptuła W.: Immunologia oka. Postepy Hig. Med. Dosw. 2018; 72: 318–326.

27. Streilein J.W.: Ocular immune privilege: therapeutic opportunities from experiment of nature. Nat. Rev. Immunol. 2003; 3: 879–889.

28. Perez V.L., Caspi R.R.: Immune mechanisms in inflammatory and degenerative eye disease. Trends Immunol. 2015; 36: 354–363.

29. Saban D.R.: The chemokine receptor CCR7 expressed by dendritic cells: a key player in corneal and ocular surface inflammation. Ocul. Surf. 2014; 12: 87–99.

30. Taylor A.W.: Ocular immune privilege and transplantation. Front. Immunol. 2016; 7: 37.

31. Sugita S., Futagami Y., Smith S.B. i wsp.: Retinal and ciliary body pigment epithelium suppress activation of T lymphocytes via transforming growth factor beta. Exp. Eye Res. 2006; 83: 1459.

32. Rosenzweig H.L., Planck S.R., Rosenbaum J.T.: NLRs in immune privileged sites. Curr. Opin. Pharmacol. 2011; 11: 423–428.

33. Lu X., Wang M., Qi J. i wsp.: Peptidoglycan recognition proteins are a new class of human bactericidal proteins. J. Biol. Chem. 2006; 281: 5895–5907.

34. Detrick B., Hooks J.J.: Immune regulation in retina. Immunol. Res. 2010; 47: 153–161.

35. Mai K., Chui J.J., Di Girolamo N. i wsp.: Role of toll-like receptors in human iris pigment epithelial cells and their response to pathogen-associated molecular patterns. J. Inflamm. 2014; 11: 20.

36. Li L., Eter N., Heiduschka P.: The microglia in healthy and diseased retina. Exp. Eye Res. 2015; 136: 116–130.

37. Zhou R., Caspi R.R.: Ocular immune privilege. F1000 Biol. Rep. 2010; 2: 3.k.

1.4.
Techniki pobierania materiału mikrobiologicznego

Dorota Zielińska, Agnieszka Kubicka-Trząska

1.4.1.
Powieki, spojówka i rogówka

Prawidłowo przeprowadzona diagnostyka mikrobiologiczna zakażeń narządu wzroku jest jednym z najważniejszych czynników determinujących prawidłowe postępowanie terapeutyczne.

Pobieranie próbek do badań w okulistyce jest związane z wieloma trudnościami, które są rzadziej spotykane w innych dziedzinach medycyny, takimi jak [1]:

• mała objętość materiału diagnostycznego;

• powszechne stosowanie antybiotyków przed wykonaniem badań mikrobiologicznych;

• brak możliwości ponownego pobrania, np. ciała szklistego po zabiegu witrektomii;

• łatwość zanieczyszczenia próbek;

• występowanie drobnoustrojów wymagających zróżnicowanych metod transportu i pobierania próbek;

• wcześniejsze zastosowanie środków znieczulających lub diagnostycznych przed pobraniem materiału do badań.

Wskazaniami do pobrania materiału do badań mikrobiologicznych są: infekcyjne stany zapalne powiek, ostre i przewlekłe zapalenie spojówek, zapalenie kanalików łzowych, zapalenie rogówki, zapalenie spojówek o niejasnym obrazie klinicznym, brak skuteczności empirycznego leczenia antybiotykiem oraz pooperacyjne lub pourazowe zapalenie wnętrza gałki ocznej (uzupełnienie badania mikrobiologicznego płynów wewnątrzgałkowych).

Materiał należy pobrać metodą wymazu za pomocą zwilżonej jałowym roztworem soli fizjologicznej bawełnianej wymazówki (pakułki) z zestawu transportowego. Do pobierania wymazów najlepsze są patyczki z alginianu wapnia; wymazówki zakończone watą lub materiałem syntetycznym mogą mieć niewielkie działanie bakteriostatyczne [2]. Pojemniki z podłożem transportowym powinny być jałowe i szczelnie zamykane, aby materiał nie wydostał się na zewnątrz lub nie został zanieczyszczony w czasie transportu (rycina 1.1).

Rycina 1.1.

Jałowa probówka z podłożem transportowym i wymazówką.

Wskazane jest zachowanie szczególnej ostrożności podczas pobierania wymazu, aby nie doprowadzić do kontaminacji próbki przez dotknięcie wymazówką innej części oka niż miejsce pobrania materiału lub jakiejkolwiek innej niesterylnej powierzchni [3]. Materiał należy pobierać bardzo ostrożnie, aby nie doprowadzić do krwawienia ze spojówki, krwawienie może bowiem powodować zmniejszenie ładunku drobnoustrojów w materiale, gdyż krew zawiera komórki odpornościowe oraz wykazuje aktywność antybakteryjną [4].

Materiał pobrany na podłoże transportowe można przechowywać w temperaturze pokojowej do 4 godzin [4]. Czas ten może być dłuższy, w zależności od zaleceń producenta wymazówek. W przypadku braku podłoża transportowego materiał należy natychmiast przekazać do laboratorium (transport powinien odbywać się w temperaturze pokojowej). Próbek nie wolno zamrażać.

Szybkie przesłanie próbki do laboratorium zwiększa szansę izolacji chorobotwórczych drobnoustrojów.

Materiał do badań należy pobrać przed rozpoczęciem antybiotykoterapii. W przypadku wcześniejszego włączenia leczenia przed pobraniem materiału należy wstrzymać się od stosowania kropli i maści z antybiotykiem i/lub steroidem na co najmniej 24 godziny. Przed pobraniem wymazu nie zaleca się także stosowania preparatów sztucznych łez i kropli znieczulających, a także przemywania worka spojówkowego czy brzegów powiek środkami dezynfekującymi. Zaleca się, aby w dniu badania nie zakładać soczewek kontaktowych i nie robić makijażu, jak również nie oczyszczać twarzy z kosmetyków.

Klinicznie trudne diagnostycznie infekcje mogą wymagać wykonania bezpośredniego badania mikroskopowego po sporządzeniu rozmazu z materiału z brzegów powiek, worka spojówkowego, rogówki i płynów wewnątrzgałkowych. Naniesiony na jałowe szkiełko podstawowe materiał należy natychmiast dostarczyć do laboratorium w celu wykonania badania mikroskopowego [1].

Powieki i brzegi powiek

Za pomocą jałowej pałeczki zakończonej wacikiem należy pobrać wydzielinę z brzegów powiek, delikatnie przesuwając wacikiem po obszarze zmienionym chorobowo. Jeśli materiału jest dużo, można spróbować delikatnie go zeskrobać, aby otrzymać jak największą jego ilość. Gdy na skórze powiek znajdują się pęcherzyki lub inne wykwity skórne, można je opróżnić igłą lub ostrzem, a uzyskany materiał nanieść na szkiełko podstawowe lub umieścić w probówce z podłożem transportowym. Można również przeprowadzić badanie mikrobiologiczne usuniętych rzęs, co może być pomocne w diagnostyce przewlekłych zakażeń brzegów powiek, np. w przebiegu nużycy [5].

Spojówka

Wymaz z worka spojówkowego pobiera się przy użyciu sterylnej pałeczki zakończonej wacikiem uprzednio zwilżonej solą fizjologiczną lub bulionem [5]. Materiał pobiera się z załamka dolnego po odwróceniu powieki dolnej [6]. Jeśli w worku spojówkowym jest obecna wydzielina, również można ją pobrać do badania. Niewskazane jest stosowanie kroplowego znieczulenia miejscowego ze względu na ryzyko kontaminacji i wywarcia hamującego działania na drobnoustroje [5].

Rogówka

Zeskrobiny rogówkowe pobierane są w lampie szczelinowej w znieczuleniu miejscowym za pomocą ostrzy chirurgicznych (np. noża Barda-Parkera #11), sterylnych igieł (np. 20 G lub 21 G), szczoteczek bądź jałowych szpatułek (np. Kimury) [2]. W przypadku podejrzenia etiologii wirusowej materiał należy pobrać za pomocą wacika dakronowego, gdyż waciki bawełniane i z alginianem wapnia mogą spowalniać rozwój wirusów [5]. Przed pobraniem próbek należy podać do worka spojówkowego środek miejscowo znieczulający niezawierający konserwantów, które zmniejszają czas przeżycia drobnoustrojów. Najkorzystniejszym anestetykiem stosowanym miejscowo w postaci kropli jest 0,5% roztwór proksymetakainy [3]. W pierwszej kolejności należy usunąć martwiczo zmienione tkanki, gdyż największa ilość drobnoustrojów znajduje się w aktywnej części owrzodzenia [5]. Rekomendowane jest uzyskanie materiału z brzegów zmiany oraz z jej centralnej części. Jest to szczególnie ważne w przypadku dużych zmian w obrębie rogówki (> 2 mm) [5]. Wskazane jest bezpośrednie wysianie materiału na podłoże mikrobiologiczne. Jeśli nie jest to możliwe, można próbki umieścić w jałowym pojemniku i przetransportować do laboratorium [5].

1.4.2.
Płyny wewnątrzgałkowe

Płyn przedniokomorowy

Wskazaniami do badania płynu przedniokomorowego są: nietypowy obraz kliniczny zapalenia przedniego odcinka błony naczyniowej, nawrotowy charakter zapalenia o nieustalonej etiologii, zapalenie błony naczyniowej niereagujące na dotychczasowe leczenie, podejrzenie zespołu „maskującego” (związanego np. z chłoniakiem wewnątrzgałkowym) oraz zapalenie wnętrza gałki ocznej, gdy nie ma możliwości pobrania do badań ciała szklistego.

Pobranie płynu przedniokomorowego wykonuje się w trybie ambulatoryjnym. Procedurę można wykonać w lampie szczelinowej, jednak większość autorów zaleca przeprowadzenie tego krótkiego zabiegu w gabinecie zabiegowym zgodnie z zasadami obowiązującymi w przypadku każdej operacji wewnątrzgałkowej [6, 7]. Po uzyskaniu świadomej pisemnej zgody od pacjenta przed przystąpieniem do nakłucia przedniej komory oka należy przygotować pole operacyjne: umyć skórę powiek 10% roztworem jodku powidonu, worek spojówkowy zdezynfekować 5% wodnym roztworem jodku powidonu (w przypadku uczulenia na jod powinno się użyć chlorheksydyny odpowiednio o stężeniu 0,1–0,5% oraz 0,02-0,1%), rzęsy i brzegi powiek zabezpieczyć najlepiej samoprzylepnym obłożeniem operacyjnym z folią oraz założyć na powieki rozwórkę powiekową. Powierzchnię oka należy znieczulić kroplami, np. 0,5% roztworem proksymetakainy. Gałkę oczną można ustabilizować pakułką lub pensetką. Używając strzykawki insulinówki z igłą 30 G, należy wkłuć się przez rąbek rogówki do przedniej komory oka, utrzymując igłę ścięciem do góry i prowadząc ją równolegle do powierzchni tęczówki (rycina 1.2). Najbezpieczniej jest wkłuć się w kwadrantach skroniowo-górnym lub skroniowo-dolnym, kierując igłę poziomo i równolegle do rąbka rogówki (należy unikać przechodzenia igłą ponad otworem źrenicznym) (rycina 1.3).

Rycina 1.2.

Technika paracentezy przedniej komory oka – przekrój poprzeczny przedniej komory oka przedstawiający położenie igły podczas wykonywania procedury.

Rycina 1.3.

Technika paracentezy przedniej komory oka (opis w tekście). Dzięki uprzejmości dr Emily Neag oraz dr. Benjamina Lin z Bascom Palmer Eye Institute, Miami, USA.

Drugą opcją jest wprowadzenie igły w skroniową część rąbka rogówki (w górny lub dolny kwadrant), a następnie skierowanie igły w kierunku południka godziny 6 lub 12, tak aby końcówka igły cały czas znajdowała się nad powierzchnią tęczówki (rycina 1.4).

Rycina 1.4.

Technika paracentezy przedniej komory oka (opis w tekście). Dzięki uprzejmości dr Emily Neag oraz dr. Benjamina Lin z Bascom Palmer Eye Institute, Miami, USA.

Do badań należy pobrać 0,1–0,2 ml cieczy wodnistej [8, 9]. Po wysunięciu igły z przedniej komory miejsce wkłucia należy lekko uciskać zwilżoną sterylną pakułką przez 10–20 sekund. Po zabiegu profilaktycznie zaleca się stosowanie miejscowo antybiotyku (najlepiej z grupy fluorochinolonów) przez 3 dni. Do badania przesyła się nierozcieńczony płyn. Dopuszczalne jest również rozcieńczenie płynu roztworem soli fizjologicznej w przypadku konieczności wykonania badań molekularnych [1]. Materiał pobrany z przedniej komory oka należy przekazać do laboratorium w oryginalnym pojemniku (strzykawka z usuniętą igłą) [1].

Zabieg paracentezy przedniej komory oka jest bezpieczną procedurą, niemniej mogą wystąpić takie powikłania, jak: uszkodzenie rogówki, tęczówki lub soczewki, krwawienie do przedniej komory oka oraz inokulacja wnętrza gałki ocznej czynnikami infekcyjnymi, co może prowadzić do rozwoju zapalenia wnętrza gałki ocznej [6–8].

W przypadku podejrzenia etiologii infekcyjnej zapalenia błony naczyniowej płyn przedniokomorowy powinien być poddany w pierwszej kolejności badaniu mikrobiologicznemu (hodowli). Rozwój nowoczesnych technik molekularnych, które są bardziej czułe niż hodowle, powoduje, że coraz częściej znajdują one zastosowanie w diagnostyce nietypowych zapaleń błony naczyniowej. Reakcja łańcuchowa polimerazy (polymerase chain reaction, PCR) jest szybką i niezawodną metodą identyfikacji powszechnych patogenów powodujących infekcyjne zapalenie błony naczyniowej. Metoda ta pozwala na wykrycie małej ilości patogennego DNA lub RNA w cieczy wodnistej, co czyni ją szczególnie przydatną w diagnostyce infekcyjnych zapaleń błony naczyniowej [8–12]. W wielu ośrodkach na świecie badanie to jest wykonywane jako priorytetowe i alternatywne do badań mikrobiologicznych w rozpoznaniu infekcyjnych zapaleń błony naczyniowej.

W przypadku zapalenia błony naczyniowej wywołanego wirusami Herpes simplex, Varicella-zoster, cytomegalowirusem oraz pierwotniakiem Toxoplasma gondii czułość i swoistość badania PCR wykonanego w płynie przedniokomorowym jest podobna jak w przypadku badania wykonanego w ciele szklistym [9, 11]. Należy jednocześnie podkreślić, że pobranie materiału z przedniej komory oka jest metodą prostszą i mniej inwazyjną niż techniki biopsji ciała szklistego.

Cenną informację na temat etiologii zapalenia błony naczyniowej wnosi analiza profilu prozapalnych cytokin w płynach wewnątrzgałkowych [13–16]. Próbki płynu przedniokomorowego pochodzące od osób z wirusowym zapaleniem błony naczyniowej wykazały obecność interleukin IL-6 i IL-10 oraz interferonu γ (IFN-γ) [8–11]. Natomiast w przebiegu nieinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej stwierdzono obecność prozapalnych cytokin, takich jak IL-1, IL-2, IL-6, IL-8, TNF-α, IFN-γ oraz chemotaktycznego białka monocytów 1 (monocyte chemoattractant protein 1, MCP-1) [13–16].

Analiza cytokin ciała szklistego i cieczy wodnistej może być przydatna w różnicowaniu zapalenia błony naczyniowej od chłoniaka wewnątrzgałkowego – jednej z przyczyn nowotworowego zespołu „maskującego”[17, 18]. W płynach wewnątrzgałkowych, w tym w płynie przedniokomorowym, u chorych na chłoniaka wewnątrzgałkowego wywodzącego się z komórek B stwierdza się wyższe stężenia IL-10, natomiast w zapaleniu błony naczyniowej dominuje podwyższone stężenie IL-6. Wysokie stężenie IL-10 i stosunek IL-10/IL-6 większy niż 1 wskazują na rozpoznanie pierwotnego chłoniaka wewnątrzgałkowego (primary intraocular lymphoma, PIOL) [17]. Istnieją jednak doniesienia, w których wykazano podwyższone stężenie IL-10 w przebiegu infekcyjnego zapalenia błony naczyniowej i niskie stężenie IL-10 we wczesnym stadium chłoniaka witeroretinalnego [18]. Ze względu na brak standaryzacji kryteriów oznaczanie cytokin w płynie przedniokomorowym należy traktować to badanie tylko jako jeden z elementów diagnostyki, który może być pomocny w rozpoznaniu zapaleń błony naczyniowej o niecharakterystycznym obrazie klinicznym.

Spośród dostępnych testów diagnostycznych chłoniaka wewnątrzgałkowego cennym badaniem jest analiza mutacji MyD88 [17, 19]. Zazwyczaj badanie to jest wykonywane na próbce uzyskanej z ciała szklistego, ale – jak wykazały ostatnie publikacje – badanie to można również wykonać w cieczy wodnistej [20]. Dostarcza ono informacji na temat klonalności limfocytów B, pomaga w wykluczeniu infekcyjnego i nieinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej oka oraz jest pomocne w wykrywaniu miejscowych nawrotów choroby nowotworowej i monitorowaniu skuteczności prowadzonego leczenia [20].

Piśmiennictwo

1. Leal S.M., Rodino K.G., Fowler W.C., Gilligan P.H.: Practical guidance for clinical microbiology laboratories: diagnosis of ocular infections. Clin. Microbiol. Rev. 2021; 34: e0007019.

2. Bowling B.: Okulistyka kliniczna Kanski (red. wyd. pol. J. Szaflik, J. Izdebska). Edra Urban & Partner, Wrocław 2017.

3. Szaflik J., Izdebska J. (red. wyd. pol.): Choroby aparatu ochronnego oka i rogówki. Seria „Basic and Clinical Science Course” (BCSC8). Edra Urban & Partner, Wrocław 2019.

4. Mitra S., Chandran K., Fernandes M.: Practical tips and common mistakes in ocular microbiology sampling and processing. Indian J. Ophthalmol. 2023; 71: 1698–1705.

5. Laver N.M.V.: Ocular cytology: diagnostic features and ongoing practices. Cancer Cytopathol. 2021; 129: 419–431.

6. Trivedi D., Denniston A.K., Murray P.I.: Safety profile of anterior chamber paracentesis performed at the slit lamp. Clin. Exp. Ophthalmol. 2011; 39: 725–728.

7. Kitazawa K., Sotozono C., Koizumi N. i wsp.: Safety of anterior chamber paracentesis using a 30-gauge needle integrated with a specially designed disposable pipette. Br. J. Ophthalmol. 2017; 101: 548–550.

8. Chronopoulos A., Roquelaure D., Souteyrand G. i wsp.: Aqueous humor polymerase chain reaction in uveitis – utility and safety. BMC Ophthalmol. 2016; 16: 1–7.

9. Sen H.N., Albini T.A., Burkholder B.M. i wsp.: 2022–2023 Basic and clinical science course. Section 9: uveitis and ocular inflammation. American Academy of Ophthalmology, 2022.

10. Anwar Z., Galor A., Albini T.A. i wsp.: The diagnostic utility of anterior chamber paracentesis with polymerase chain reaction in anterior uveitis. Am. J. Ophthalmol. 2013, 155: 781–786.

11. Putera I., La Distia N.R., Utami N. i wsp.: The impact of aqueous humor polymerase chain reaction and serological test results for establishing infectious uveitis diagnosis: an Indonesian experience. Heliyon. 2022; 8: e10988.

12. Choi W., Kang H.G., Choi E.Y. i wsp.: Clinical utility of aqueous humor polymerase chain reaction and serologic testing for suspected infectious uveitis: a single-center retrospective study in South Korea. BMC Ophthalmol. 2020; 20: 242.

13. Balamurugan S., Das D., Hasanreisoglu M. i wsp.: Interleukins and cytokine biomarkers in uveitis. Indian J. Ophthalmol. 2020; 68: 1750–1763.

14. Sève P., Cacoub P., Bodaghi B. i wsp.: Uveitis: diagnostic work-up. a literature review and recommendations from an expert committee. Autoimmun. Rev. 2017; 16: 1254–1264.

15. Ongkosuwito J.V., Feron E.J., van Doornik C.E. i wsp.: Analysis of immunoregulatory cytokines in ocular fluid samples from patients with uveitis. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1998; 39: 2659–2665.

16. Szliwa W., Adamski W., Wawrzyniak D. i wsp.: Assessment of IL-10/IL-6 ratio in differential diagnosis of primary vitreoretinal lymphoma – a case series report. Klin. Oczna. Acta Ophthalmol. Pol. 2021; 123: 30–34.

17. Sehgal A., Pulido J.S., Mashayekhi A. i wsp.: Diagnosing vitreoretinal lymphomas – an analysis of the sensitivity of existing tools. Cancers (Basel). 2022; 14: 598.

18. Buggage R.R., Velez G., Myers-Powell B. i wsp.: Primary intraocular lymphoma with a low interleukin 10 to interleukin 6 ratio and heterogeneous IgH gene rearrangement. Arch. Ophthalmol. 1999; 117: 1239–1242.

19. Melli B., Gentile P., Nicoli D. i wsp.: Primary vitreoretinal lymphoma: current diagnostic laboratory tests and new emerging molecular tools. Curr. Oncol. 2022; 29: 6908–6921.

20. Hiemcke-Jiwa L.S., ten Dam-van Loon N.H., Leguit R.J. i wsp.: Potential diagnosis of vitreoretinal lymphoma by detection of MYD88 mutation in aqueous humor with ultrasensitive droplet digital polymerase chain reaction. JAMA Ophthalmol. 2018, 136: 1098–1104.

Ciało szkliste

Analiza ciała szklistego ma istotne znaczenie w różnicowaniu zapaleń błony naczyniowej od zespołów „maskujących”, jak również stanowi niezwykle cenne narzędzie w identyfikacji czynnika zakaźnego u osób z zapaleniem błony naczyniowej o prawdopodobnej etiologii infekcyjnej, ale o niejednoznacznym obrazie klinicznym [1, 2]. Hodowle mikrobiologiczne, analiza cytologiczna i cytometryczna, ocena stężenia wybranych markerów zapalenia oraz swoistych przeciwciał w ciele szklistym mogą być pomocne w ustaleniu czynnika etiologicznego zapalenia błony naczyniowej i zapalenia wnętrza gałki ocznej.

W przypadku nietypowego przebiegu klinicznego zapalenia błony naczyniowej, opornego na standardowe leczenie, w różnicowaniu zawsze należy brać pod uwagę chłoniaka wewnątrzgałkowego (intraocular lymphoma, IOL), który może imitować wiele infekcyjnych postaci zapalenia błony naczyniowej, np. ostrą martwicę siatkówki, kiłę, zmiany oczne w przebiegu choroby Whipple’a, zakażenie Toxoplasma gondii. W tym ostatnim przypadku u osób z obniżoną odpornością immunologiczną mogą występować duże rozlane mnogie ogniska zapalne imitujące IOL, a z kolei zmiany na poziomie nabłonka barwnikowego siatkówki (retinal pigment epithelium, RPE), dość typowe dla tego nowotworu, mogą imitować bliznę pozapalną w przebiegu zakażenia Toxoplasma gondii. Dlatego w zapaleniach błony naczyniowej o niejednoznacznym obrazie klinicznym istnieją wskazania do przeprowadzenia witrektomii diagnostycznej [2].

Ciało szkliste do badania pobiera się techniką cienkoigłowej aspiracji przy użyciu igły 21–25 G lub techniką witrektomii przy użyciu narzędzi 23 G, 25 G lub 27 G [3]. Podczas witrektomii optymalne jest pobranie do badania co najmniej 2 ml nierozwodnionego ciała szklistego z środkowej części komory ciała szklistego. W celu otrzymania nierozcieńczonego, „suchego” ciała szklistego oraz utrzymania prawidłowego ciśnienia wewnątrzgałkowego podczas zabiegu drogą infuzji podaje się do komory ciała szklistego powietrze, a ciało szkliste aspiruje się do połączonej z drenem witrektomu jałowej suchej strzykawki o objętości 5 ml. Przewagą pobrania aspiratu ciała szklistego podczas witrektomii nad zwykłą aspiracją cienkoigłową jest możliwość jednoczesnego usunięcia patologicznych zmian zapalnych lub krwawienia z komory ciała szklistego, utrudniających ocenę szczegółów dna oka. W przypadku planowanej oceny cytologicznej aspiratu ciała szklistego, aby uniknąć mechanicznego uszkodzenia komórek, zaleca się zmniejszenie liczby cięć noża (witrektomu) do 600/minutę. Należy zaznaczyć, że średnica użytych narzędzi nie ma wpływu na jakość pobranego materiału, ale im mniejsza średnica witrektomu, tym mniejsza powinna być liczba cięć noża podczas pobierania ciała szklistego [4].

Przydatność witrektomii diagnostycznej w ustaleniu ostatecznego rozpoznania jest bardzo różna i według piśmiennictwa waha się od 14,2% do 64,3% [1–5]. Wittenberg i wsp. stwierdzili przydatność oceny cytologicznej ciała szklistego w 55,3% przypadków diagnozowanych oczu, natomiast Oahalou i wsp. wykazali, że witrektomia diagnostyczna była pomocna w ustaleniu rozpoznania tylko w 21% analizowanych przypadków [6, 7].

Jeśli ocena ciała szklistego nie rozstrzyga o rozpoznaniu, może być wskazane wykonanie biopsji siatkówkowo-naczyniówkowej, która istotnie zwiększa prawdopodobieństwo rozpoznania [8]. Biopsję siatkówki i/lub naczyniówki należy rozważyć w przypadku, gdy pierwotne ognisko zapalne jest zlokalizowane w siatkówce lub naczyniówce, a ciało szkliste nie jest objęte procesem chorobowym. Przykładem takiej sytuacji może być zapalenie siatkówki wywołane cytomegalowirusem, którego trudno jest wyizolować z ciała szklistego, a który może być obecny w siatkówce [9]. Biopsja siatkówkowo-naczyniówkowa może być cennym narzędziem diagnostycznym w przypadku podejrzenia gruźlicy i sarkoidozy ocznej czy chłoniaka wewnątrzgałkowego [10–11].

Biopsję zmian znajdujących się podsiatkówkowo można pobrać podczas witrektomii pośrednio, przez siatkówkę. Opisywane są również techniki polegające na wykonaniu wcześniejszej retinotomii w celu „odsłonięcia” zmian naczyniówkowych, co daje lepszy bezpośredni dostęp do pobieranego materiału [12]. Należy przy tym pamiętać, aby w miejscu planowanej biopsji siatkówki/naczyniówki zawsze wykonać tylne odłączenie ciała szklistego [13]. Materiał można pobrać za pomocą endonożyczek lub noża diamentowego po wcześniejszym zaznaczeniu i zabezpieczeniu miejsca biopsji za pomocą endodiatermii. Bioptat można także pobrać przy użyciu specjalnej biopsyjnej endopensetki. W trakcie pobierania materiału w celu uniknięcia krwawienia śródoperacyjnego należy podnieść ciśnienie wewnątrzgałkowe do wartości 60–70 mmHg, a okolicę usuniętej zmiany zabezpieczyć endolaserokoagulacją. Jeśli jest to możliwe, zaleca się wykonanie biopsji w kwadrantach górnych, zwłaszcza skroniowym górnym, co pozwala na zastosowanie endotamponady gazem rozprężającym w celu niedopuszczenia do powstania jatrogennego odwarstwienia siatkówki [14]. Gdy wymagają tego warunki lub gdy endotamponada gazem rozprężającym może się okazać niewystarczająca, pod koniec zabiegu komorę ciała szklistego należy wypełnić olejem silikonowym [15].

Przed planowaną witrektomią diagnostyczną konieczna jest szybka redukcja dawki, a następnie odstawienie steroidów, jeśli były wcześniej włączone. Nie ma jednoznacznego konsensusu dotyczącego czasu od odstawienia leczenia immunosupresyjnego, po którym można pobrać ciało szkliste do badań (Carbonell i wsp. zalecają, aby był to okres co najmniej 2 tygodni od odstawienia steroidów) [16]. W przypadku podejrzenia chłoniaka wewnątrzgałkowego bioptat ciała szklistego, ze względu na szybki rozpad komórek guza, powinien zostać zbadany w ciągu godziny od pobrania. Jeśli jest to niemożliwe, próbkę należy zabezpieczyć środkiem utrwalającym, np. CytoLyt, lub przy użyciu techniki HOPE (hebes-glutamic acid buffer mediated organic solvent protection effect, technika utrwalania tkanek wykorzystująca efekt protekcyjny rozpuszczalnika organicznego) [17].

Badania diagnostyczne bioptatu ciała szklistego

Hodowle ciała szklistego

Pobrane ciało szkliste należy od razu wysiać na odpowiednie podłoże hodowlane, a gdy jest to niemożliwe, umieścić w podłożu transportowym i wysłać do laboratorium. Pojemniki z podłożem transportowym powinny być szczelnie zamykane, tak aby materiał nie został zanieczyszczony w czasie transportu. Do badań mikrobiologicznych można również wykorzystać płyn z kasety witrektomu. Według danych z piśmiennictwa w przebiegu pooperacyjnego ostrego bakteryjnego zapalenia wnętrza gałki ocznej pozytywne posiewy stwierdza się w 40–50% przypadków, podczas gdy metoda reakcji łańcuchowej polimerazy (PCR) pozwala na ocenę bakteryjnego DNA u 66–95% chorych [18–20].

U chorych z przewlekłym pooperacyjnym zapaleniem wnętrza gałki ocznej o etiologii bakteryjnej (Propionibacterium acnes, Actinomyces israelii, Corynebaterium spp.), ze względu na występowanie w ciele szklistym małego ładunku patogenów, hodowle bakteryjne mogą być ujemne. W takich przypadkach, podobnie jak w ostrym pooperacyjnym zapaleniu wnętrza gałki ocznej, cennym badaniem diagnostycznym jest test PCR, który według Meislera i wsp. pozwolił na identyfikację czynnika etiologicznego w 92% przypadków, podczas gdy hodowla dała wynik pozytywny jedynie w 6% próbek [20]. Z kolei w przypadku zapaleń endogennych, w szczególności wywołanych czynnikami grzybiczymi Candida albicans i Aspergillus spp., największą wartość diagnostyczną mają posiewy i hodowle ciała szklistego [21].

Niektóre czynniki patogenetyczne wymagają długiego czasu inkubacji i prowadzenia hodowli, co może opóźniać rozpoznanie i rozpoczęcie właściwego leczenia. Na przykład czas od posiewu prątka gruźlicy do detekcji tej bakterii może wynosić nawet 10 tygodni.

Charakterystykę i zastosowanie różnych podłoży hodowlanych w mikrobiologii przedstawiono w rozdziale 1.5.1.

Ocena cytologiczna ciała szklistego

Ciało szkliste aż w 99% składa się z wody, pozostały 1% stanowią włókna kolagenowe, kwas hialuronowy, glukoza oraz sole i lipidy. Średnie stężenia białka, głównie albumin (60–70%), w zdrowym ciele szklistym wynosi około 0,5 mg/ml. W warunkach fizjologicznych ciało szkliste zawiera niewiele komórek, wśród których wyróżnia się hialocyty, komórki nabłonka barwnikowego siatkówki, fibroblasty, astrocyty, makrofagi i komórki miofibroblastopodobne [22]. Ciało szkliste charakteryzuje bardzo niska antygenowość. Nie zawiera ono komórek układu odpornościowego ani γ-globulin. Schorzenia o charakterze zapalnym, zwyrodnieniowym i nowotworowym prowadzą do pojawienia się w ciele szklistym patologicznych komórek.

Istnieje kilka technik wykorzystywanych do cytologicznego badania preparatów. Barwienie metodą Grama służy do różnicowania bakterii na dwie duże grupy: Gram-dodatnie i Gram-ujemne, szczególnie gdy konieczne jest szybkie uzyskanie odpowiedzi na pytanie, czy w ocenianym materiale są obecne baterie. Barwienie metodą Giemsy pozwala na identyfikację specyficznych struktur komórkowych i na tej podstawie wysunięcie podejrzenia czynnika etiologicznego. Obecność neutrofili jest charakterystyczna dla zakażeń bakteryjnych. Olbrzymie komórki wielojądrzaste oraz limfocyty występują w zakażeniach wywołanych wirusami herpetycznymi. Barwienie metodą Ziehla-Neelsena stosuje się do identyfikacji bakterii kwasoopornych, do których należy m.in. prątek gruźlicy [23]. Techniki barwienia preparatów i ich zastosowanie w praktyce klinicznej zostały szczegółowo omówione w rozdziale 1.5.3.

Ocena cytologiczna ciała szklistego jest przede wszystkim cennym narzędziem w diagnostyce chłoniaka wewnątrzgałkowego. Komórki chłoniaka B-komórkowego, najczęściej występującego chłoniaka wewnątrzgałkowego, są 2–4 razy większe od prawidłowych limfocytów, posiadają duże centralnie położone hipersegmentowane, okrągłe, owalne lub nerkowatego kształtu jądro wypełniające prawie całą komórkę, dobrze widoczne jąderka oraz małą ilość zasadochłonnej cytoplazmy. Charakterystyczne jest występowanie cech martwicy z licznymi makrofagami usuwającymi uszkodzone resztki komórek [24–26]. Nierzadko jednak ocenę komórek chłoniaka utrudniają obecne w bioptacie komórki zaangażowane w procesy zapalne: makrofagi i małe dojrzałe limfocyty, których mogą liczbowo dominować nad komórkami nowotworowymi. Dlatego diagnostyka chłoniaka wewnątrzgałkowego może być trudna i nierzadko wymaga zastosowania innych dodatkowych metod diagnostycznych, które zostały omówione poniżej.

Obserwacje przeprowadzone przez Zhai i wsp. wykazały, że w przypadku nieinfekcyjnych zapaleń błony naczyniowej najczęściej spotykanymi komórkami w ciele szklistym były makrofagi i limfocyty [27].

Cytometria przepływowa

Nazwa techniki oznacza „pomiar [metria] komórek [cyto] podczas ich przepływu w cienkim strumieniu cieczy”. Pozwala ona na analizę antygenów powierzchniowych komórek, a także na ocenę ich monoklonalności. Istotą metody jest ułożenie komórek do pomiaru pojedynczo, w rzędzie, jedna za drugą, a następnie dokonanie ich pomiaru przez odpowiednio skierowane światło lasera. Sortowanie komórek i ich ocena są możliwe dzięki różnicom w wielkości, kształcie, budowie wewnętrznej komórek i zawartości ziarnistości cytoplazmy oraz dzięki analizie ekspresji markerów powierzchniowych nazywanych antygenami różnicowania komórkowego (cluster of differentiation, CD). Typowy panel analizujący komórki zawarte w ciele szklistym powinien obejmować następujące antygeny różnicowania komórkowego: marker leukocytów CD45, markery limfocytów T: CD2, CD3, CD4, CD5, CD7 i CD8, markery limfocytów B: CD19, CD20 i CD22, markery lekkich łańcuchów κ i λ (kappa i lambda) oraz antygeny CD10, CD14, HLA-DR, CD25 i CD69. Stosunek łańcuchów κ do łańcuchów λ > 3 lub < 0,6 jest markerem wskazującym na klonalność komórek, podczas gdy stosunek bliski 1 jest charakterystyczny dla stanów zapalnych [28].