© Copyright by Wydawnictwo Naukowe PWN S.A., Warszawa 2024

Wszystkie prawa zastrzeżone.

Przedruk i reprodukcja w jakiejkolwiek postaci całości bądź części książki bez pisemnej zgody wydawcy są zabronione.

Autorzy i Wydawnictwo dołożyli wszelkich starań, aby wybór i dawkowanie leków w tym opracowaniu były zgodne z aktualnymi wskazaniami i praktyką kliniczną. Mimo to, ze względu na stan wiedzy, zmiany regulacji prawnych i nieprzerwany napływ nowych wyników badań dotyczących podstawowych i niepożądanych działań leków, Czytelnik musi brać pod uwagę informacje zawarte w ulotce dołączonej do każdego opakowania, aby nie przeoczyć ewentualnych zmian we wskazaniach i dawkowaniu. Dotyczy to także specjalnych ostrzeżeń i środków ostrożności. Należy o tym pamiętać, zwłaszcza w przypadku nowych lub rzadko stosowanych substancji.

Recenzenci: prof. dr hab. n. med. Dorota Zozulińska-Ziółkiewicz

prof. dr hab. med. Grzegorz J. Dzida

Wydawca: Inga Markiewicz

Redaktor prowadzący: Beata Bednarczuk

Redaktor merytoryczny: Monika Ślusarska

Korekta: Zespół

Producent: Adam Krajewski

Senior Key Account Manager: Monika Gramek (monika.gramek@pwn.pl)

Projekt okładki i stron tytułowych: Yelyzaveta Artemchuk

Skład wersji elektronicznej na zlecenie Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.:
Michał Latusek

eBook został przygotowany na podstawie wydania papierowego z 2024 r. (Wydanie II uaktualnione i rozszerzone)

Warszawa 2024

PZWL Wydawnictwo Lekarskie

ISBN 978-83-01-23985-5

DOI: https://doi.org/10.53271/2024.028

Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.

ul. G. Daimlera 2

02-460 Warszawa

pwn.pl

Księgarnia wysyłkowa:

tel. 42 680 44 88; infolinia: 801 33 33 88

e-mail: wysylkowa@pzwl.pl

Informacje w sprawie współpracy reklamowej: BR.PZWL@pwn.pl

REDAKTORZY NAUKOWI

Prof. dr hab. n. med. Małgorzata Myśliwiec – specjalista pediatrii, endokrynologii, diabetologii oraz endokrynologii i diabetologii dziecięcej. Kierownik Katedry i Kliniki Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego. Wiceprzewodnicząca Sekcji Pediatrycznej Polskiego Towarzystwa Diabetologicznego (PTD), członek Zarządu Głównego Polskiego Towarzystwa Diabetologicznego, Zarządu Głównego Polskiego Towarzystwa Endokrynologii i Diabetologii Dziecięcej (PTEiD), konsultant wojewódzki w dziedzinie endokrynologii i diabetologii dziecięcej.

Współtwórca opatentowanej terapii cukrzycy typu 1 komórkami T regulatorowymi u dzieci.

Za wkład w rozwój endokrynologii i diabetologii dziecięcej otrzymała w 2019 roku Honorową Nagrodę Zaufania „ZŁOTY OTIS 2019”. Za całokształt pracy zawodowej i naukowej została odznaczona Srebrnym i Złotym Krzyżem Zasługi. W 2020 roku otrzymała Nagrodę Naukową Gdańska im. Jana Heweliusza w kategorii nauk przyrodniczych i ścisłych, a także Krzyż Kawalerski Orderu Odrodzenia Polski za wybitne zasługi w działalności na rzecz ochrony zdrowia oraz za osiągnięcia w dziedzinie nauk medycznych. W 2022 roku otrzymała od Marszałka Województwa Pomorskiego Medal „De nihilo nihil fit” za wybitny wkład w leczeniu chorób diabetologicznych i endokrynologicznych u dzieci oraz od Prezesa Polskiego Stowarzyszenia Diabetyków Medal 40-lecia PSD za szczególne zasługi dla Polskiego Stowarzyszenia Diabetyków i osób z cukrzycą w Polsce. W 2023 roku podczas XXXII Forum Ekonomicznego w Karpaczu została nagrodzona przez Forum Ekspertów ds. Cukrzycy w uznaniu za działania i zaangażowanie na rzecz podnoszenia jakości opieki nad pacjentami diabetologicznymi w Polsce oraz rozwoju polskiej diabetologii.

Od 6 lat znajduje się na „Liście Stu” najbardziej wpływowych osób w polskiej medycynie oraz najbardziej wpływowych osób w polskim systemie ochrony zdrowia. W 2023 roku zajęła 9. Miejsce na Liście Stu 2022.

Prof. dr hab. n. med. Przemysława Jarosz-Chobot – specjalista pediatrii, diabetologii oraz endokrynologii i diabetologii dziecięcej. Kierownik Katedry Pediatrii i Kliniki Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia, WNMK Śląskiego Uniwersytetu Medycznego, kierownik Oddziału Diabetologii Dziecięcej i Pediatrii oraz Poradni Diabetologicznej Górnośląskiego Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II w Katowicach.

Konsultant województwa śląskiego w dziedzinie endokrynologii i diabetologii dziecięcej, poprzednio konsultant wojewódzki w dziedzinie diabetologia dla województwa śląskiego. Współautor krajowych i światowych zaleceń opieki diabetologicznej dla dzieci i młodzieży (PTD, ISPAD, IDF).

Główny badacz krajowych i międzynarodowych grantów naukowych, m.in. EURODIAB, INNODIA, INNODIA HARVEST, EDENT1FI. Członek towarzystw naukowych (wielokrotnie pełniący funkcje w zarządach): Polskie Towarzystwo Diabetologiczne (PTD), Polskie Towarzystwo Pediatryczne (PTP), Polskie Towarzystwo Endokrynologów i Diabetologów Dziecięcych (PTEDiD), International Study Group of Diabetes in Children and Adolescents (ISPAD), International Diabetes Federation (IDF), American Diabetes Association (ADA), European Association for the Study of Diabetes (EASD).

Uzyskała międzynarodowe certyfikaty referencyjne dla swojej jednostki: SWEET (International network for pediatric diabetes centers) i INNODIA Accredited Clinical Trial Site (iVZW).

W opiece diabetologicznej zajmuje się zarówno dziećmi, jak i dorosłymi.

Prof. dr hab. n. med. Agnieszka Szadkowska – specjalista pediatrii, diabetologii, nefrologii oraz endokrynologii i diabetologii dziecięcej. Kierownik Kliniki Pediatrii, Diabetologii, Endokrynologii i Nefrologii Uniwersytetu Medycznego w Łodzi. Kierownik Oddziału Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii i Nefrologii Uniwersyteckiego Centrum Pediatrii Centralnego Szpitala Klinicznego w Łodzi, który uzyskał międzynarodowy certyfikat referencyjny SWEET (International network for pediatric diabetes centers).

Członek towarzystw naukowych polskich oraz międzynarodowych (wielokrotnie pełniący funkcje w zarządach): Polskie Towarzystwo Diabetologiczne (PTD; sekretarz Zarządu Głównego, przewodnicząca Sekcji Pediatrycznej), Polskie Towarzystwo Pediatryczne (PTP), Polskie Towarzystwo Endokrynologów i Diabetologów Dziecięcych (PTEDiD; członek Zarządu Głównego), International Study Group of Diabetes in Children and Adolescents (ISPAD), European Association for the Study of Diabetes (EASD).

Główny badacz krajowych i międzynarodowych grantów naukowych, m.in. PolPediab, TRIGR. Wykładowca na polskich i międzynarodowych konferencjach naukowych.

W opiece diabetologicznej zajmuje się zarówno dziećmi, jak i dorosłymi.

AUTORZY

dr n. med. Hubert Arasiewicz

Odział Dermatologii i Leczenia Anomalii Naczyniowych dla Dzieci

Centrum Zdrowia Dziecka i Rodziny im. Jana Pawła II w Sosnowcu

dr n. med. Katarzyna Bąk-Drabik

Katedra i Klinika Pediatrii

Wydział Nauk Medycznych w Zabrzu

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

prof. dr hab. n. med. Maciej Borowiec

Zakład Genetyki Klinicznej

Katedra Genetyki Klinicznej i Laboratoryjnej

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

dr n. med. Hanna Borysewicz-Sańczyk

Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii z Pododdziałem Kardiologii

Uniwersytet Medyczny w Białymstoku

prof. dr hab. n. med. Artur Bossowski

Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii z Pododdziałem Kardiologii

Uniwersytet Medyczny w Białymstoku

dr n. med. Agnieszka Brandt-Varma

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr hab. n. med. Agnieszka Butwicka

Zakład Biostatystyki i Medycyny Translacyjnej

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

dr hab. n. med. Agata Chobot, prof. UO

Klinika Pediatrii

Instytut Nauk Medycznych

Uniwersytet Opolski

prof. dr hab. n. med. Katarzyna Cypryk

Klinika Chorób Wewnętrznych i Diabetologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

dr hab. n. med. Grażyna Deja, prof. SUM

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach

Śląski Uniwersytet Medyczny

Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

prof. dr hab. n. med. Wojciech Fendler

Zakład Biostatystyki i Medycyny Translacyjnej

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

prof. dr hab. n. med. Piotr Fichna

Klinika Diabetologii, Auksologii i Otyłości Wieku Rozwojowego

Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

prof. dr hab. n. med. i n. o zdr. Tomasz Francuz

Katedra i Zakład Biochemii

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

dr hab. n. med. Andrzej Gawrecki

Katedra i Klinika Chorób Wewnętrznych i Diabetologii

Uniwersyteckie Centrum Badań Sportowo-Medycznych

Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

dr n. med. Paulina Glasner-Smiatacz

Klinika Okulistyki

Gdański Uniwersytet Medyczny

prof. dr hab. n. med. Barbara Głowińska-Olszewska

Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii z Pododdziałem Kardiologii

Uniwersytet Medyczny w Białymstoku

dr n. med. Katarzyna Górowska-Kowolik

Katedra i Klinika Pediatrii

Wydział Nauk Medycznych w Zabrzu

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

dr n. med. Lidia Groele

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Pediatrii

Warszawski Uniwersytet Medyczny

Dziecięcy Szpital Kliniczny im. Józefa Polikarpa Brudzińskiego w Warszawie

dr n. med. Matylda Hennig

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr n. med. Marta Herstowska

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr hab. n. med. Anna Hogendorf, prof. UM w Łodzi

Klinika Pediatrii, Diabetologii, Endokrynologii i Nefrologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

dr n. med. Anita Horodnicka-Józwa

Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii, Chorób Metabolicznych i Kardiologii Wieku Rozwojowego

Pomorski Uniwersytet Medyczny w Szczecinie

prof. dr n. med. Przemysława Jarosz-Chobot

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

dr n. med. Halla Kamińska

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

prof. dr hab. n. med. Grażyna Kamińska-Winciorek

Klinika Transplantacji Szpiku i Onkohematologii

Narodowy Instytut Onkologii im. Marii Skłodowskiej-Curie – Państwowy Instytut Badawczy, Oddział w Gliwicach

prof. dr hab. n. med. Tomasz Klupa

Katedra i Klinika Chorób Metabolicznych

Uniwersytet Jagielloński – Collegium Medicum

dr n. med. Joanna Kunert

Zakład Stomatologii Zachowawczej 

Katedra Stomatologii Zachowawczej, Endodoncji i Periodontologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

dr hab. n. med. Jarosław Kwiecień, prof. SUM

Katedra i Klinika Pediatrii w Zabrzu

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

dr n. med. Agnieszka Lejk

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

lek. Lucyna Lisowicz

II Klinika Pediatrii, Endokrynologii i Diabetologii Dziecięcej

Kliniczny Szpital Wojewódzki nr 2 im. Św. Jadwigi Królowej w Rzeszowie

dr hab. n. med. i n. o zdr. Andrzej Marcinkiewicz, prof. IMP

Instytut Medycyny Pracy im. prof. dra med. Jerzego Nofera w Łodzi

prof. dr hab. n. med. Natalia Marek-Trzonkowska

Międzynarodowe Centrum Badań nad Szczepionkami Przeciwnowotworowymi;

Uniwersytet Gdański;

Pracownia Immunoregulacji i Terapii Komórkowych

Zakład Medycyny Rodzinnej

Gdański Uniwersytet Medyczny

prof. dr hab. n. med. Artur Mazur

Klinika Pediatrii, Endokrynologii i Diabetologii Dziecięcej

Kolegium Nauk Medycznych

Uniwersytet Rzeszowski

dr hab. n. med. Beata Mianowska, prof. UM w Łodzi

Klinika Pediatrii, Diabetologii, Endokrynologii i Nefrologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

lek. Arkadiusz Michalak

Zakład Biostatystyki i Medycyny Translacyjnej

Klinika Pediatrii, Diabetologii, Endokrynologii i Nefrologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

prof. dr hab. n. med. Katarzyna Michalska-Małecka

Katedra i Klinika Okulistyki

Gdański Uniwersytet Medyczny;

Klinika Okulistyki

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne

Gdański Uniwersytet Medyczny

prof. dr hab. n. med. Wojciech Młynarski

Klinika Pediatrii, Onkologii i Hematologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

mgr Malwina Musiał-Paździor

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr n. med. i n. o zdr. Artur Myśliwiec

Akademia Wychowania Fizycznego i Sportu im. Jędrzeja Śniadeckiego w Gdańsku

prof. dr hab. n. med. Małgorzata Myśliwiec

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr hab. n. med. Joanna Nazim

Klinika Endokrynologii Dzieci i Młodzieży

Katedra Pediatrii

Uniwersytet Jagielloński – Collegium Medicum

dr n. med. Elżbieta Niechciał

Klinika Diabetologii, Auksologii i Otyłości Wieku Rozwojowego

Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

prof. dr hab. n. med. Anna Noczyńska

Katedra i Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii i Chorób Metabolicznych

Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu

dr hab. n. med. Elżbieta Petriczko

Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii i Chorób Metabolicznych i Kardiologii Wieku Rozwojowego

Pomorski Uniwersytet Medyczny w Szczecinie

mgr Karolina Piątek

Europejska Klinika Cukrzycy

dr n. med. Iwona Pietrzak

Klinika Pediatrii, Diabetologii, Endokrynologii i Nefrologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

prof. dr hab. inż. Joanna Polańska

Katedra Inżynierii i Analizy Eksploracyjnej Danych

Wydział Automatyki, Elektroniki i Informatyki

Politechnika Śląska w Gliwicach

dr n. med. Ewa Rusak

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

dr n. med. Sebastian Seget

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

dr inż. Beata Sińska

Zakład Żywienia Człowieka

Wydział Nauk o Zdrowiu

Warszawski Uniwersytet Medyczny

dr n. med. Maria Skalska

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr n. med. Eliza Skała-Zamorowska

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach

Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach

Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

dr n. med. Bogda Skowrońska

Klinika Diabetologii, Auksologii i Otyłości Wieku Rozwojowego

Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

prof. dr hab. n. med. Bogdan Solnica

Katedra Biochemii Klinicznej

Uniwersytet Jagielloński – Collegium Medicum

prof. dr hab. n. med. Agnieszka Szadkowska

Klinika Pediatrii, Diabetologii, Endokrynologii i Nefrologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

prof. dr hab. n. med. Mieczysław Szalecki

Klinika Endokrynologii i Diabetologii

Instytut „Pomnik – Centrum Zdrowia Dziecka” w Warszawie

dr n. med. Małgorzata Szmigiero-Kawko

Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

prof. dr hab. n. med. Agnieszka Szypowska

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Pediatrii

Warszawski Uniwersytet Medyczny

dr n. med. Anna Taczanowska

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Pediatrii

Warszawski Uniwersytet Medyczny

lek. dent. Anna Tkacz

Klinika Diabetologii Dziecięcej i Medycyny Stylu Życia

Wydział Nauk Medycznych w Katowicach Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach Górnośląskie Centrum Zdrowia Dziecka im. Jana Pawła II

prof. dr hab. n. med. Piotr Trzonkowski

Poltreg S.A.

Katedra Immunologii Medycznej

Gdański Uniwersytet Medyczny

dr n. med. Małgorzata Urbańska-Kosińska

Katedra Pediatrii

Instytut Nauk Medycznych

Collegium Medicum – Uniwersytet Zielonogórski;

Kliniczny Oddział Pediatrii z Pododdziałami Endokrynologii, Diabetologii i Nefrologii Dziecięcej

Szpital Uniwersytecki w Zielonej Górze

prof. dr hab. n. med. Ewa Wender-Ożegowska

Klinika Rozrodczości

Katedra Medycyny Perinatalnej

Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

dr n. med. Anna Wołoszyn-Durkiewicz

Katedra i Klinika Pediatrii, Diabetologii i Endokrynologii

Gdański Uniwersytet Medyczny

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne w Gdańsku

dr n. med. Krystyna Wyka

Klinika Pediatrii, Onkologii i Hematologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

dr hab. n. med. Marta Wysocka-Mincewicz

Klinika Endokrynologii i Diabetologii

Instytut „Pomnik – Centrum Zdrowia Dziecka” w Warszawie

dr n. med. i n. o zdr. Monika Zamarlik

Wydział Nauk o Zdrowiu

Uniwersytet Jagielloński – Collegium Medicum

mgr Beata Zduńczyk

Dziecięcy Szpital Kliniczny im. Józefa Polikarpa Brudzińskiego

Uniwersyteckie Centrum Kliniczne

Warszawski Uniwersytet Medyczny

radca prawny dr n. prawn. Piotr Zieliński

Wydział Zarządzania

Uniwersytet Gdański

prof. dr hab. n. med. Agnieszka Zmysłowska

Katedra Genetyki Klinicznej i Laboratoryjnej

Zakład Genetyki Klinicznej

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

prof. dr hab. n. med. Katarzyna Zorena

Zakład Immunobiologii i Mikrobiologii Środowiska

Gdański Uniwersytet Medyczny

dr n. med. Agnieszka Zubkiewicz-Kucharska

Katedra i Klinika Pediatrii, Endokrynologii, Diabetologii i Chorób Metabolicznych

Uniwersytet Medyczny im. Piastów Śląskich we Wrocławiu

dr n. med. Monika Żurawska-Kliś

Klinika Chorób Wewnętrznych i Diabetologii

Uniwersytet Medyczny w Łodzi

PRZEDMOWA

Oddajemy w Państwa ręce nowe, drugie opracowanie zagadnień z zakresu diabetologii dziecięcej, które – mamy nadzieję – stanie się istotnym wsparciem i pomocą w codziennej pracy klinicznej. Potrzeba ponownego wydania książki wynikała z faktu bardzo dynamicznego rozwoju diagnostyki i leczenia cukrzycy. W ciągu ostatnich ośmiu lat nastąpił prawdziwy przełom w leczeniu i monitorowaniu cukrzycy u dzieci i młodzieży w Polsce dzięki wprowadzeniu refundacji nowoczesnych technologii: systemów ciągłego monitorowania glikemii, osobistych pomp insulinowych zintegrowanych z systemami ciągłego monitorowania glikemii, w tym pomp hybrydowych oraz ultraszybko działających i długo działających analogów insuliny. Pojawiły się ponadto możliwości szerokiego wykorzystania rozwiązań telemedycznych w opiece diabetologicznej. W dobie stosowania nowoczesnych metod leczenia coraz częściej mówi się o konieczności personalizacji w terapii osób z cukrzycą.

Chcąc sprostać potrzebom współczesnego i nowoczesnego leczenia cukrzycy w populacji wieku rozwojowego, każdego dnia musimy zabiegać o coraz lepsze i skuteczniejsze metody terapii i monitorowania choroby, jej powikłań i chorób współistniejących, a także diagnostyki cukrzycy we wczesnych stadiach jej rozwoju, aby w niedalekiej przyszłości zatrzymać jej rozwój.

W szerokim gronie ekspertów i specjalistów zaproszonych do współpracy staraliśmy się uporządkować i usystematyzować obowiązującą obecnie wiedzę z zakresu diabetologii dziecięcej.

Naszym celem było dostarczenie Państwu wyczerpujących informacji na temat aktualnego stanu wiedzy w oparciu o najnowsze badania naukowe oraz wieloletnie doświadczenia w pracy klinicznej i naukowej zaproszonych ekspertów i specjalistów: diabetologów, endokrynologów, ginekologów, diagnostów laboratoryjnych, immunologów, genetyków, okulistów, psychologów, psychiatrów.

Książka została podzielona na rozdziały, które stanowią oddzielną całość danego zagadnienia. Zamieszczono liczne konsensusy oraz algorytmy postępowania diagnostyczno-terapeutycznego.

Opracowanie adresowane jest przede wszystkim do lekarzy specjalizujących się w dziedzinie endokrynologii i diabetologii dziecięcej oraz diabetologii, a także do lekarzy praktyków, którzy w codziennej pracy zawodowej zajmują się pacjentami diabetologicznymi. Mamy nadzieję, że książka stanie się również przedmiotem zainteresowania lekarzy innych specjalności medycznych, interesujących się diabetologią, oraz studentów medycyny.

Podejmując wysiłek wznowienia książki kierowałyśmy się zasadą, że powinna być ona źródłem rzetelnej współczesnej wiedzy pozwalającej na wybór jak najlepszych metod diagnostycznych i terapeutycznych u pacjentów pediatrycznych z zaburzeniami metabolicznymi, w tym głównie cukrzycy, dzięki którym osiągną oni jakość życia nieodbiegającą od ich rówieśników.

Pragniemy podziękować wszystkim Współautorom książki za podzielenie się swoja wiedzą i doświadczeniem.

Chciałybyśmy również podziękować zespołowi wydawnictwa PZWL za pomoc w realizacji książki.

prof. dr hab. n. med. Małgorzata Myśliwiec

prof. dr n. med. Przemysława Jarosz-Chobot

prof. dr hab. n. med. Agnieszka Szadkowska

Redaktorki naukowe wydania II

SŁOWO WSTĘPNE PROFESOR DOROTY ZOZULIŃSKIEJ-ZIÓŁKIEWICZ

Drugie wydanie Diabetologii wieku rozwojowego jest dziełem szczególnym zarówno w treści, jak i formie jej podania. Redakcja naukowa trzech wybitnych pań profesor: Małgorzaty Myśliwiec, Przemysławy Jarosz-Chobot i Agnieszki Szadkowskiej oraz 73 ekspertów i specjalistów zaproszonych do współautorstwa 27 rozdziałów książki stanowią gwarancję najlepszej jakości i plasują tę pozycję wydawniczą na liście podręczników, które warto przeczytać i mieć w zasięgu ręki.

Aktualna wiedza z zakresu diabetologii dziecięcej oparta na najnowszych badaniach naukowych, rekomendacje, zalecenia i konsensusy oraz wieloletnie doświadczenia w pracy klinicznej i naukowej autorów została w książce w sposób przemyślany uporządkowana. Bogactwo tabel, rycin i schematów jest wielką zaletą podręcznika. Jestem przekonana, że sięgną po książkę – z tytułu – adresowaną do lekarzy specjalizujących się w dziedzinie endokrynologii i diabetologii dziecięcej oraz diabetologii, lekarze także innych specjalności medycznych, studenci medycyny oraz członkowie zespołów terapeutycznych zajmujących się osobami z cukrzycą.

Dla wszystkich, którym bliska jest diabetologia, książka okaże się tytułem ważnym, ciekawym, inspirującym, uczącym, po który warto sięgnąć.

Redaktorkom i współautorom dziękuję za trud opracowania drugiego wydania Diabetologii wieku rozwojowego oraz gratuluję osiągnięcia celu świetnego usystematyzowania wiedzy naukowej okraszonej bogactwem doświadczenia.

Jako lekarz, internista, diabetolog pozostaję pod ogromnym wrażeniem dzieła i zachęcam do zapoznania się z jego wartościową treścią.

prof. dr hab. n. med. Dorota Zozulińska-Ziółkiewicz

SŁOWO WSTĘPNE PROFESORA GRZEGORZA J. DZIDY

Nowe wydanie monografii Diabetologia wieku rozwojowego pojawia się po sześciu latach od wydania pierwszego, które miałem honor recenzować. Te lata to okres burzliwego rozwoju diabetologii, szczególnie dotyczącej dzieci i młodzieży z cukrzycą. Niewątpliwie pandemia COVID-19 wpłynęła na ten rozwój, na co dowody czytelnik może znaleźć w tym wydaniu. Narzędzia telemedyczne i wykorzystanie danych zgromadzonych w informatycznej chmurze stały się codzienną praktyką. Podręcznik uczy, jak z nich korzystać. Postępy farmakoterapii również znalazły znakomite odzwierciedlenia na kartach zaktualizowanego wydania.

Śmiało można stwierdzić, że czytelnicy otrzymują najbardziej aktualną w tej chwili monografię dotyczącą współczesnej diabetologii. Co warte podkreślenia, odzwierciedla to czołową pozycję współczesnej polskiej diabetologii dzieci i młodzieży w Europie. Gorąco polecam tę monografię nie tylko pediatrom i diabetologom.

prof. dr hab. n. med. Grzegorz J. Dzida

WYKAZ SKRÓTÓW

1,5-AG – 1,5-anhydroglucitol

17-OHP – 17-hydroksyprogesteron

AASI (ambulatory arteria stiffness index) – ambulatoryjny wskaźnik sztywności naczyń tętniczych

ABPM (ambulatory blood pressure monitoring) – całodobowa ambulatoryjna rejestracja ciśnienia tętniczego

ACEI (angiotensin-converting-enzyme inhibitors) – inhibitory konwertazy angiotensyny

ACR (albumin-to-creatinine ratio) – wskaźnik albumina/kreatynina

ADA – American Diabetes Association

ADMA (asymmetric dimethyl arginine) – asymetryczna dimetyloarginina

ADP (adenosine diphosphate) – adenozyno-5’-difosforan

AER (albumin excreation rate) – wydalanie albuminy w jednostce czasu

AGA (α-galactosidase) – α-galaktozydaza

AGE (advanced glycation end products) – końcowe produkty zaawansowanej glikacji

AHCL (advanced hybrid closed loop) – zaawansowana hybrydowa zamknięta pętla

AIH (autoimmune hepatitis) – autoimmunologiczne zapalenie wątroby

AIx (augmentation index) – wskaźnik wzmocnienia

ALS (acid-labile subunit) – kwasolabilna podjednostka

ALT – aminotransferaza alaninowa

AMH (anti-Müllerian hormone) – hormon antymüllerowski

anty-GAD (anti-glutamic acid decarboxylase) – przeciwciała przeciwko dekarboksylazie kwasu glutaminowego

anty-IA2 (insulinoma-associated antigen) – przeciwciała przeciwko fosfatazie tyrozynowej

apoB (apolipoprotein B) – apolipoproteina B

APS (antiphospholipid syndrome) – zespół antyfosfolipidowy

ARB (angiotensin receptor blocker) – antagonista receptora angiotensyny

AS (arterial stiffness) – sztywność tętnic

AST – aminotransferaza asparaginianowa

ATMP (advanced therapy medicinal products) – produkty lecznicze terapii zaawansowanej

ATP (adenosine triphosphate) – adenozyno-5’-trifosforan

BHB (β-hydroxybutyrate) – kwas β-hydroksymasłowy

BMD Z-score (bone mineral density Z-score) – wskaźnik gęstości mineralnej kości

BMI (body mass index) – wskaźnik masy ciała

BP (blood pressure) – ciśnienie tętnicze

CAN (cardiac autonomic neuropathy) – sercowa neuropatia autonomiczna

CF – torbielowate zwłóknienie trzustki (cystic fibrosis), inaczej mukowiscydoza

CFLD (cystic fibrosis liver disease) – choroba wątroby związana z cukrzycą

CFRD (cystic fibrosis related diabetes) – cukrzyca związana z torbielowatem zwłóknieniem trzustki, inaczej cukrzyca związana z mukowiscydozą

CGL (congenital generalized lipodystrophy) – wrodzona uogólniona lipodystrofia

CGM (continuous glucose monitoring) – ciągłe monitorowanie glikemii

CGM-AGP (continuous glucose monitoring ambulatory glucose profile) – ambulatoryjny profil glikemii na podstawie ciągłego monitorowania glikemii

ChES (cholesterol esterase) – esteraza cholesterolowa

ChOD (cholesterol oxidase) – oksydaza cholesterolowa

CICP (collagen type 1 C propeptide) – C-terminalny peptyd kolagenu typu 1

CKK – cukrzycowa kwasica ketonowa

CMV (cytomegalovirus) – wirus cytomegalii

CRP (C-reactive protein) – białko C-reaktywne

CTL (cytotoxic T lymphocytes) – cytotoksyczne limfocyty T

CTX (C-terminal cross-linked telopeptide of type-I collagen) – C-końcowy usieciowany telopeptyd łańcucha α kolagenu typu 1β

CV (coefficient of variation) – współczynnik zmienności

CVD (cardiovascular disease) – choroba sercowo-naczyniowa

DASH – Dietary Approaches to Stop Hypertension

DBP (diastolic blood pressure) – ciśnienie tętnicze rozkurczowe

DC (dendritic cells) – komórki dendrytyczne

DEND (developmental delay, epilepsy, neonatal diabetes) – opóźnienie rozwoju, padaczka, cukrzyca noworodków

DERI – Diabetes Epidemiology Research International

DGE (delayed gastric emptying) – opóźnione opróżnianie żołądka

DHA (docosahexaenoic acid) – kwas dokozaheksaenowy

DME (diabetic macular edema) – cukrzycowy obrzęk plamki

DPD (deoxypyridinoline) – dezoksypirydynolina

DPV – Diabetes-Patienten-Verlaufsdokumentation

DRIL (disorganization of retinal inner layer) – dezorganizacja wewnętrznych warstw siatkówki

ECFS – European Cystic Fibrosis Society

EDTA (ethylenediaminetetraacetic acid) – kwas wersenowy

EGG – elektrogastrografia

ELISA (enzyme-linked immunosorbent assay) – test immunoenzymatyczny

EPA (eicosapentaenoic acid) – kwas eikozapentaenowy

ERPF (effective renal plasma flow) – efektywny nerkowy przepływ osocza

ESRD (end-stage renal disease) – schyłkowa niewydolność nerek

EURODIAB – EUROpe and DIABetes – The Epidemiology and Prevention of Diabetes

FA (fructosamine) – fruktozamina

FAD (flavin adenine dinucleotide) – dinukleotyd flawinoadeninowy

FAI (free androgen index) – wskaźnik wolnych androgenów

FDA – Food and Drug Administration

FDPL (familial partial lipodystrophy) – rodzinna częściowa lipodystrofia

FFA (free fatty acids) – wolne kwasy tłuszczowe

FGF (fibroblast growth factor) – czynnik wzrostu fibroblastów

FH (familial hypercholesterolemia) – hipercholesterolemia rodzinna

FPIR (first phase insulin response) – pierwsza faza wydzielania insuliny

FIRI (fasting insulin resistance index) – wskaźnik insulinooporności na czczo

FL – model Fuzzy logic [algorytm kontroli glikemii w systemach technologicznej sztucznej trzustki]

FM (fat mass) – tłuszczowa masa ciała

FMD (flow-mediated dilatation) – upośledzona rozszerzalność naczyń zależna od śródbłonka

FSH (follicle-stimulating hormone) – folikulotropina

FSIVGTT (frequently sampled intravenous glucose tolerance test) – dożylny test tolerancji glukozy

GA – glikowana albumina

GCC (ganglion cell complex) – kompleks komórek zwojowych siatkówki

GFAP (glial fibrillary acidic protein) – kwaśne białko włókienkowe

GFR (glomerular filtration rate) – wskaźnik filtracji kłębuszkowej

GH (growth hormone) – hormon wzrostu

GHBP (growth hormone-binding protein) – białko wiążące hormon wzrostu

GIP (glucose-dependent insulinotropic peptide) – zależny od glukozy peptyd insulinotropowy

GKS – glikokortykosteroidy

GLP-1 (glucagon-like peptide-1) – glukagonopodobny peptyd 1

GLUT-4 (glucose transporter type 4) – glukotransporter zależny od insuliny

GnRH (gonadotropin-releasing hormone) – gonadoliberyna

GTNMD (glyceryl trinitrate-mediated dilatation) – rozszerzalność naczyń po doustnym podaniu nitrogliceryny

GV (growth velocity) – szybkość wzrastania

HbA1c – hemoglobina glikowana

HbF (fetal hemoglobin) – hemoglobina płodowa

HCC (hepatocellular carcinoma) – rak wątrobowokomórkowy

HCL (hybrid closed-loop) – hybrydowa zamknięta pętla

HDL (high-density lipoprotein) – lipoproteina o dużej gęstości

HIV (human immunodeficiency virus) – ludzki wirus niedoboru odporności

HLA (human leukocyte antygen) – układ zgodności tkankowej

HOMA-IR (homeostasis assessment model-insulin resistance) – wskaźnik insulinooporności HOMA, model oceny homeostazy

HSL (hormone-sensitive lipase) – lipaza hormonowrażliwa

IA (insulin antibodies) – przeciwciała przeciw insulinie egzogennej

IAA (insulin autoantibodies) – przeciwciała przeciw insulinie endogennej

IA2β – fogryna

IAPP (islet amyloid polypeptide) – amyloidowy polipeptyd wysp trzustkowych

IASP – Islet Autoantibody Standardization Program

IBS (irritable bowel syndrome) – zespół nadwrażliwego jelita

IDF – International Diabetes Federation

ID-MS (isotope dilution mass spectrometry) – spektrometria mas z rozcieńczeniem izotopu

IFCC – International Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine

IFG (impaired fasting glucose) – nieprawidłowa glikemia na czczo

IG – indeks glikemiczny

IgA (immunoglobulin A) – immunoglobulina A 

IGF-1 (insulin-like growth factor 1) – insulinopodobny czynnik wzrostu typu 1

IGFBP (insulin-like growth factor-binding proteins) – białka wiążące insulinopodobny czynnik wzrostu

IGRP (islet-specific glucose-6-phosphatase catalytic subunit related protein) – peptyd z białka pokrewnego podjednostce katalitycznej glukozo-6-fosfatazy

IGT (impaired glucose tolerance) – nieprawidłowa tolerancja glukozy

IL-6 (interleukin 6) – interleukina 6

IMT (intima-media thickness) – grubość kompleksu błona wewnętrzna-środkowa

IPEX (immune dysregulation, polyendocrinopathy, enteropathy, X-linked) – sprzężony z chromosomem X zespół dysregulacji immunologicznej, poliendokrynopatii i enteropatii

IRMA (intraretinal microvascular abnormalities) – śródsiatkówkowe nieprawidłowości mikronaczyniowe

ISPAD – International Society for Pediatric and Adolescent Diabetes

IVGTT (intravenous glucose tolerance test) – dożylny test tolerancji glukozy

JDRF – Juvenile Diabetes Research Foundation

KIM1 (kidney injury molecule-1) – cząstka uszkodzenia nerek 1

KSAIZ – klasyczny system analizy informacji zwrotnej [algorytm kontroli glikemii w systemach technologicznej sztucznej trzustki]

LADA (latent autoimmune diabetes of adults) – wolno ujawniająca się cukrzyca typu 1

LBM (lean body mass) – beztłuszczowa masa ciała

LBW (low birth weight) – niska urodzeniową masa ciała

LCFA (long-chain fatty acids) – kwasy tłuszczowe o długim łańcuchu

LDL (low-density lipoprotein) – lipoproteina małej gęstości

L-FABP (human liver-type fatty acid-binding protein) – wątrobowy typ białka wiążącego kwasy tłuszczowe w chorobach nerek

LH (luteinizing hormone) – lutropina

LJMS (limited joint mobility syndrome) – zespół ograniczonej ruchomości stawów

Lp(a) [lipoprotein (a)] – lipoproteina (a)

LVMI (left ventricular mass indexed to body surface area) – indeks masy lewej komory

ŁG – ładunek glikemiczny

MARD (mean absolute relative difference) – średnia różnica między pomiarem urządzenia a pomiarem referencyjnym

MASLD (metabolic dysfunction-associated steatotic liver disease) – stłuszczeniowa choroba wątroby związana z zaburzeniami metabolicznymi

MIDD (maternally inherited diabetes and deafness) – dziedziczona w sposób matczyny cukrzyca z głuchotą

MMP (matrix metalloproteinase) – metaloproteinaza macierzy

MODY (maturity-onset diabetes of the young) – cukrzyca monogenowa, cukrzyca typu MODY

MP – model predykcyjny [algorytm kontroli glikemii w systemach technologicznej sztucznej trzustki]

mRNA (messenger ribonucleic acid) – matrycowy kwas rybonukleinowy

MSŻ – medycyna stylu życia

MUFA (monounsaturated fatty acids) – jednonienasycone kwasy tłuszczowe

NAD (nicotinamide adenine dinucleotide) – dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy

NADP (nicotinamide adenine dinucleotide phosphate) – fosforan dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego

NADPH – forma zredukowana NADP+

NAFL (nonalcoholic fatty liver) – proste stłuszczenie wątroby

NAFLD (nonalcoholic fatty liver disease) – niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby

NAG (N-acetyl-β-D-glucosaminidase) – N-acetyloglukozamina

NASH (nonalcoholic steatohepatitis) – niealkoholowe stłuszczeniowe zapalenie wątroby

NBT (nitroblue tetrazolium) – błękit tetrazoliowy

NGAL (neutrophil gelatinase-associated lipocalin) – lipokalina związana z żelatynazą neutrofili

NGF (neuronal growth factor) – czynnik wzrostu neuronów

NGS (next generation sequencing) – sekwencjonowanie nowej generacji

NGSP – National Glycohemoglobin Standardization Program

NICE – National Institute for Clinical Excellence UK

NK (natural killers) – naturalni zabójcy

NPDR (nonproliferative diabetic retinopathy) – retinopatia nieproliferacyjna

NT-proBNP (N-terminal pro B-type natriuretic peptide) – N-końcowy prohormon peptydu natriuretycznego typu B

NVD (neovascularization of the optic disc) – neowaskularyzacja tarczy nerwu wzrokowego

NVE (neovascularization elsewhere) – neowaskularyzacja „gdzie indziej”

OC (osteocalcin) – osteokalcyna

OCT (optical coherence tomography) – optyczna koherentna tomografia

OGTT (oral glucose tolerance test) – doustny test tolerancji glukozy

OPG/RANK/RANKL (osteoprotegerin/receptor activator of nuclear factor κB/receptor activator of nuclear factor κB ligand) – osteoprotegeryna/receptor aktywujący jądrowy czynnik NF-κB/ligand receptora aktywującego jądrowy czynnik NF-κB

OPI – osobista pompa insulinowa

oxLDL (oxidized low-density lipoprotein) – oksydowane lipoproteiny małej gęstości [glikooksydowane cząsteczki cholesterolu LDL]

P1NP (procollagen type 1 amino terminal propeptide) – N-końcowy propeptyd prokolagenu typu 1

PAL (physical activity level) – poziom aktywności fizycznej

PCOS (polycystic ovary syndrome) – zespół policystycznych jajników

PDGF (platelet-derived growth factor) – płytkopochodny czynnik wzrostu

PDR (proliferative diabetic retinopathy) – retinopatia proliferacyjna

PNDM (permanent neonatal diabetes mellitus) – przetrwała cukrzyca noworodkowa

POCT (point-of-care testing) – oznaczenia wykonywane w miejscu opieki nad pacjentem

POZ – podstawowa opieka zdrowotna

PP (puls pressure) – ciśnienie tętna

PTD – Polskie Towarzystwo Diabetologiczne

PTH – parathormon

PUFA (polyunsaturated fatty acids) – wielonienasycone kwasy tłuszczowe

PWV (pulse wave velocity) – prędkość fali tętna

QUIKI-IR (quantitative insulin check index-IR) – wskaźnik ilościowy insulinooporności

RAGE (receptor for advanced glycation end products) – receptor produktów zaawansowanej glikacji

RBP (retinol binding protein) – białko wiążące retinol

RM – rezonans magnetyczny

ROS (reactive oxygen species) – reaktywne formy tlenu

SARS-CoV-2 (severe acute respiratory syndrome coronavirus 2) – koronawirus typu 2 ciężkiego ostrego zespołu oddechowego

SBP (systolic blood pressure) – ciśnienie tętnicze skurczowe

SD (standard deviation) – odchylenie standardowe

SFA (saturated fatty acids) – nasycone kwasy tłuszczowe

SGA (small for gestational age) – niska masa urodzeniowa

SGLT2 (sodium-glucose cotransporter-2) – kotransporter sodowo-glukozowy 2

SMBG (self-monitored blood glucose) – samokontrola glikemii

TAR (time above range) – czas powyżej zakresu docelowego

TBR (time below range) – czas poniżej zakresu docelowego

TC (total cholesterol) – cholesterol całkowity

TG – triglicerydy

TGF-β (transforming growth factor β) – transformujący czynnik wzrostu β

TITR (time in tight range) – czas w wąskim zakresie docelowym

TIR (time in range) – czas w zakresie docelowym

TK – tomografia komputerowa

TNDM (transient neonatal diabetes mellitus) – przejściowa cukrzyca noworodkowa

TNF-α (tumor necrosis factor α) – czynnik martwicy nowotworów α

TPB (theory of planned behaviour) – teoria planowanego zachowania

TRA (theory of reasoned action) – teoria uzasadnionego działania

TRAP (tartrate-resistant acid phosphatase) – winianooporna kwaśna fosfataza

Treg – limfocyty T regulatorowe

u-NTX (urinary N-terminal cross-linked telopeptide of type-I collagen) – N-końcowy telopeptyd łańcucha α kolagenu typu 1

VEGF (vascular endothelial growth factor) – czynnik wzrostu śródbłonka naczyń

VLCFA (very long-chain fatty acids) – kwasy tłuszczowe o bardzo długim łańcuchu

VLDL (very low-density lipoproteins) – lipoproteiny o bardzo małej gęstości

WHO (World Health Organization) – Światowa Organizacja Zdrowia

WHO – DIAMOND – World Health Organization – Multinational Project for Childhood Diabetes

WZW – wirusowe zapalenie wątroby

ZnT8 (zinc transporter 8) – transporter cynku 8

Rozdział
1

ZABURZENIA METABOLICZNE W CUKRZYCY

Tomasz Francuz

WPROWADZENIE

Zaburzenia metaboliczne towarzyszące cukrzycy prowadzą w dłuższej perspektywie do powikłań sercowo-naczyniowych, nerkowych, okulistycznych i neurologicznych. Z kolei zaburzenia ostre, takie jak kwasica ketonowa czy hipoglikemia, stanowią główną przyczynę śmiertelności u osób z cukrzycą typu 1 do 30. roku życia. Dla lepszej kontroli tych powikłań niezbędna jest znajomość ich patogenezy, gdyż warunkuje to skuteczne metody zapobiegania im i ich leczenia. Długoterminowe ryzyko powikłań skorelowane jest z poziomem hemoglobiny glikowanej (HbA1c) odzwierciedlającej kontrolę glikemii. Z kolei ryzyko wystąpienia powikłań ostrych, m.in. kwasicy ketonowej, spotykanej głównie u osób z cukrzycą typu 1, jest związane z gwałtownymi zmianami metabolicznymi na skutek braku lub nieadekwatnego wydzielania insuliny. Nie należy także zapominać o zespole metabolicznym, występującym u dużej części pacjentów z cukrzycą typu 1, zwłaszcza tych z nieprawidłowo kontrolowaną glikemią.

Zaburzenia metaboliczne spotykane w cukrzycy są konsekwencją m.in. braku lub nieadekwatnego wydzielania oraz upośledzonego działania insuliny na tkanki, co wywołuje wiele zmian metabolicznych. Insulina wpływa praktycznie na każdy istotny szlak metaboliczny u człowieka, a ostateczny wynik jej działania zależy od równowagi pomiędzy stężeniem insuliny i hormonów o działaniu antagonistycznym (głównie glukagonu, adrenaliny, glikokortykoidów i hormonu wzrostu). Zaburzenie tej równowagi może wynikać nie tylko z nieadekwatnego wydzielania insuliny przez komórki β wysp trzustkowych, lecz także z istniejącej insulinooporności – zaburzonej odpowiedzi komórek na działanie tego hormonu lub nadmiernego wydzielania hormonów o działaniu antagonistycznym.

Większość zaburzeń metabolicznych obserwowanych u pacjenta z cukrzycą wynika z zaburzonego działania insuliny (tab. 1.1). Aby je lepiej zrozumieć, należy przyjrzeć się, jak działa insulina w najważniejszych narządach i tkankach.

Tabela 1.1. Efekty metaboliczne insuliny

• Stymulacja napływu glukozy do komórek

• Nasilenie glikolizy

• Nasilenie glukoneogenezy i osłabienie glikogenolizy

• Hamowanie lipolizy w tkance tłuszczowej

• Zmniejszenie stężenia FFA w surowicy

• Stymulacja syntezy kwasów tłuszczowych i triacylogliceroli

• Nasilenie wychwytu FFA i triacylogliceroli przez tkankę tłuszczową i mięśniową

• Obniżenie tempa β-oksydacji kwasów tłuszczowych w mięśniach i wątrobie

• Nasilenie wychwytu niektórych aminokwasów przez tkanki

• Nasilenie syntezy białek w wątrobie, mięśniach i adipocytach

• Hamowanie degradacji białek, głównie w mięśniach

• Hamowanie ketogenezy

FFA (free fatty acids) – wolne kwasy tłuszczowe.

ADIPOCYTY

Jednym z głównych punktów docelowych działania insuliny są adipocyty. Insulina kontroluje syntezę de novo oraz uwalnianie magazynowanych w adipocytach, w postaci triacylogliceroli, kwasów tłuszczowych. Odbywa się to poprzez regulację aktywności lipaz odpowiedzialnych za hydrolizę triacylogliceroli do kwasów tłuszczowych i glicerolu oraz regulację napływu glukozy do komórek poprzez aktywację glukotransportera zależnego od insuliny (glucose transporter type 4 – GLUT-4). Insulina stymuluje wychwyt wolnych kwasów tłuszczowych (free fatty acids – FFA) i glukozy z osocza, które następnie w adipocytach są wykorzystywane do resyntezy triacylogliceroli, jednocześnie hamując ich hydrolizę. W ten sposób przyczynia się do zmniejszenia stężenia FFA i w pewnym stopniu glikemii w osoczu. Niedobór tego hormonu lub przewaga hormonów o działaniu antagonistycznym stymuluje natomiast proces odwrotny – hormony o działaniu antagonistycznym do insuliny stymulują w adipocycie syntezę cAMP, co z kolei aktywuje lipazy, m.in. lipazę hormonowrażliwą (hormone-sensitive lipase – HSL), i prowadzi do uwalniania z adipocytów dużych ilości FFA oraz glicerolu. Glicerol wykorzystywany jest w wątrobie do resyntezy glukozy, z kolei FFA, transportowane w osoczu w połączeniu z albuminą, mogą być wychwytywane przez różne tkanki. Jednak największe znaczenie ma wychwyt FFA przez:

• wątrobę, w której są wykorzystywane przede wszystkim do ketogenezy, a u osób z cukrzycą typu 2 do resyntezy triacylogliceroli, wbudowywanych w cząsteczki lipoprotein o bardzo małej gęstości (very low-density lipoprotein – VLDL);

• rabdomiocyty, w których FFA konkurują z glukozą, co ogranicza jej wychwyt i zużytkowywanie, sprzyjając hiperglikemii.

Duże stężenie FFA we krwi ma działanie cytotoksyczne, widoczne szczególnie w komórkach śródbłonka naczyniowego, stanowiących granicę pomiędzy krwią a głębszymi warstwami ściany naczyniowej i otaczającymi naczynie tkankami. Duży wychwyt FFA prowadzi także do ich odkładania wewnątrzkomórkowego w postaci kropli lipidowych, co widać wyraźnie w hepatocytach.

RABDOMIOCYTY

Tkanką odgrywającą istotną rolę w odpowiedzi na insulinę są komórki mięśni poprzecznie prążkowanych. Cechują się one szybkim metabolizmem, a co za tym idzie – potencjalną zdolnością do metabolizowania dużej ilości glukozy, a w warunkach tlenowych także dużej ilości wolnych kwasów tłuszczowych. W ten sposób przyczyniają się one do znacznego obniżenia glikemii i zmniejszenia stężenia FFA w osoczu krwi. Z drugiej strony niewielka aktywność fizyczna, a w konsekwencji mniejsza wrażliwość rabdomiocytów na działanie insuliny szybko prowadzi do nieadekwatnej reakcji na działanie tego hormonu, w efekcie zaś do zwiększenia stężenia glukozy i FFA we krwi. Warto nadmienić, że katabolizm glukozy i FFA jest ze sobą ściśle powiązany. Fizjologicznie mięśnie odpowiadają za wychwyt ok. 50% glukozy trafiającej do organizmu po posiłku. Jest to możliwe dzięki obecności GLUT-4, który pod wpływem insuliny ulega integracji z błoną komórkową, umożliwiając napływ glukozy do wnętrza komórki. Glukoza może następnie posłużyć do syntezy glikogenu, który stanowi zapas energetyczny dla mięśni, lub być zmetabolizowana. Warto pamiętać, że z jednej strony możliwości magazynowania glukozy w mięśniach w postaci glikogenu są ograniczone, a z drugiej strony mięśnie, ze względu na brak enzymu glukozo-6-fosfatazy, nie mogą uwalniać glukozy do krwi, dlatego też nie mogą dostarczać glukozy na potrzeby innych tkanek w okresach głodzenia, w celu utrzymania prawidłowej glikemii we krwi. W takiej sytuacji glikemia utrzymywana jest wyłącznie poprzez syntezę glukozy w wątrobie i nerkach. Obserwowana u osób z cukrzycą niekontrolowana synteza glukozy w tych narządach przyczynia się w znacznym stopniu do występowania hiperglikemii.

CYKL RANDLA

Cykl Randla, nazywany także cyklem glukoza–kwasy tłuszczowe, opisuje przepływ i wykorzystanie substratów energetycznych (glukoza, kwasy tłuszczowe) pomiędzy narządami (głównie tkanką tłuszczową i mięśniami). U człowieka w stanie poresorpcyjnym obserwujemy wysoki stosunek stężenia insuliny do glukagonu, co wywołuje zmiany metaboliczne prowadzące do magazynowania lipidów i węglowodanów oraz metabolizmu tych ostatnich do innych związków, m.in. kwasów tłuszczowych. Z kolei w stanie głodzenia stosunek insulina/glukagon maleje, sprzyjając lipolizie w adipocytach oraz uwalnianiu i syntezie glukozy de novo w hepatocytach, co ma na celu utrzymanie prawidłowej glikemii. W takich warunkach tkanki preferują jako substrat energetyczny FFA, co umożliwia oszczędzanie glukozy dla prawidłowego funkcjonowania tkanek zależnych od glukozy, takich jak układ nerwowy i erytrocyty (te ostatnie są całkowicie zależne od glukozy). Przełączenie metabolizmu z opartego głównie na glukozie na metabolizm mający na celu jej oszczędzanie tylko częściowo odbywa się poprzez regulację hormonalną. Insulina, hamując lipolizę w tkance tłuszczowej, prowadzi do zmniejszenia stężenia FFA we krwi, z kolei hormony o działaniu antagonistycznym do insuliny powodują zwiększenie stężenia tych substratów. Dalsza regulacja odbywa się dzięki wzajemnym powiązaniom metabolicznym pomiędzy glukozą a FFA. Warto nadmienić, że FFA mogą mieć nieco odmienne działania, w zależności od długości łańcucha alifatycznego. Kwasy tłuszczowe o krótkim łańcuchu metabolizują się szybciej i do transportu do mitochondrium nie wymagają przenośnika, jakim jest karnityna. Szybszy transport i metabolizm krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych nasila ich właściwości ketogenne. Z kolei kwasy tłuszczowe o długim i bardzo długim łańcuchu (long-chain fatty acids – LCFA; very long-chain fatty acids – VLCFA) do swojego metabolizmu w mitochondriach wymagają karnityny, a ich obecność prowadzi do silnego zahamowania metabolizmu węglowodanów. Proces ten, korzystny w warunkach fizjologicznych, może prowadzić do znacznej hiperglikemii i zwiększenia stężenia FFA we krwi w warunkach patologicznych. Fizjologicznie poposiłkowe zwiększenie stężenia glukozy oraz towarzyszący mu wzrost insulinemii hamują lipolizę w adipocytach, a w efekcie uwalnianie z nich do krwi FFA. Z kolei mniejsze stężenie FFA stymuluje metabolizm glukozy w mięśniach, prowadząc do zmniejszenia jej stężenia we krwi, co jest warunkiem utrzymania prawidłowej glikemii. Zależności te przedstawiono na rycinie 1.1.

W celu zrozumienia procesów zachodzących w warunkach patologicznych trzeba zagłębić się w regulację procesów glikolizy i β-oksydacji zachodzących w komórkach (ryc. 1.2).

Rycina 1.1. Glukoza hamuje w adipocytach lipolizę, z kolei nadmiar FFA dostaje się do mięśni, w których hamuje utylizację glukozy, stając się głównym źródłem energii.

FFA – wolne kwasy tłuszczowe; TAG – triacyloglicerole.

Rycina 1.2. Regulacja metabolizmu glukozy i FFA w komórce.

ACC – karboksylaza acetylo-CoA; ACL – liaza cytrynianowa; CPT-1 – acylotransferaza karnitynowa I; FAS – syntetaza kwasów tłuszczowych; FFA – wolne kwasy tłuszczowe; HK – heksokinaza; PDH – dehydrogenaza pirogronianowa; PFK-1 – fosfofruktokinaza.

Insulina stymuluje napływ glukozy do wnętrza komórki poprzez wzrost ekspresji GLUT-4 na powierzchni błony komórkowej oraz transport wolnych kwasów tłuszczowych – poprzez translokazę kwasów tłuszczowych (FAT, CD36). Napływające kwasy tłuszczowe są metabolizowane preferencyjnie, co ma za zadanie oszczędzać glukozę, która może być wykorzystywana przez tkanki glukozozależne. Wolne kwasy tłuszczowe ulegają w mitochondriach β-oksydacji, która dostarcza bardzo dużych ilości acetylo-CoA oraz zredukowanego NAD (NADH). Oba metabolity są silnymi inhibitorami glikolizy, co hamuje wykorzystanie tego substratu w procesach energetycznych i przyczynia się do zmniejszonego wychwytu glukozy z krwi.

Powstający w procesie β-oksydacji kwasów tłuszczowych acetylo-CoA ulega w mitochondrium kondensacji ze szczawiooctanem, tworząc mogący ulec przemieszczeniu do cytoplazmy cytrynian – kolejny związek będący silnym inhibitorem glikolizy. Dodatkowo w cytoplazmie liaza cytrynianowa przekształca go do acetylo-CoA, który ulega karboksylacji do malonylo-CoA – silnego inhibitora acylotransferazy karnitynowej (niezbędnej do przeniesienia reszt kwasów tłuszczowych do mitochondrium), będącego jednocześnie substratem i aktywatorem kompleksu syntetazy kwasów tłuszczowych. Efektem fizjologicznym tych regulacji jest możliwość wykorzystania nadmiaru glukozy do produkcji acetylo-CoA i następnie kwasów tłuszczowych. Jednakże przy jednoczesnym zwiększeniu stężenia glukozy i FFA nagromadzenie malonylo-CoA prowadzi do zahamowania transportu FFA do mitochondrium, co hamuje ich katabolizm w procesie β-oksydacji. Jednoczesne zahamowanie katabolizmu glukozy i FFA prowadzi do znacznego zwiększenia stężenia obu związków we krwi, co obserwuje się u osób z niewyrównaną cukrzycą.

Zahamowanie glikolizy kieruje metabolizm glukozy na inne tory, m.in. w kierunku biosyntezy glikogenu (glikogenogenezy), jednocześnie komórka czerpie energię głównie z metabolizmu FFA. Skutkiem tego jest zmniejszenie wychwytu glukozy i obniżenie efektywności działania insuliny (insulinooporność).

Alternatywną dla insuliny drogę regulacji metabolizmu glukozy i kwasów tłuszczowych w mięśniach stanowi kinaza aktywowana AMP (AMPK). Jej aktywacja zmniejsza stężenie malonylo-CoA, co prowadzi do odblokowania metabolizmu kwasów tłuszczowych. AMPK jest aktywowana przez szereg adipokin i cytokin, a także przez leki stosowane w leczeniu cukrzycy typu 2 – biguanidy, tiazolidynediony oraz metforminę (ryc. 1.3). Najbardziej interesującym sposobem aktywacji tej kinazy jest jednak kontrolowana aktywność fizyczna, która umożliwia transport glukozy do mięśni niezależnie od insuliny, sprzyjając polepszeniu kontroli glikemii.

Rycina 1.3. Wiele czynników wpływa na aktywność kinazy aktywowanej AMP. Jej aktywacja prowadzi do obniżenia stężenia malonylo-CoA, co pobudza oksydacyjny metabolizm FFA i glukozy.

ACC – karboksylaza acetylo-CoA; AMPK – kinaza aktywowana AMP; FFA – wolne kwasy tłuszczowe; MCD – dekarboksylaza malonylo-CoA.

MITOCHONDRIA

Mitochondria preferencyjnie wykorzystują do produkcji energii kwasy tłuszczowe. Powstające w wyniku katabolizmu FFA duże ilości FADH₂ trafiają bezpośrednio na kompleks drugi łańcucha oddechowego, co zmienia potencjał błony mitochondrialnej i zwiększa prawdopodobieństwo odwrócenia cyklu reakcji zachodzących w łańcuchu oddechowym, których ostatecznym produktem fizjologicznie jest woda i energia potrzebna do syntezy ATP. W przypadku odwrócenia tych reakcji dochodzi do niepełnej redukcji tlenu i generowania dużych ilości wolnych rodników tlenowych (reactive oxygen species – ROS), co sprzyja obserwowanemu w cukrzycy uszkodzeniu mitochondriów. Metformina, stosowana głównie u osób z cukrzycą typu 2, może zapobiegać tym zjawiskom poprzez hamowanie odwróconego przepływu elektronów i syntezy ROS. Dysfunkcja mitochondriów oraz niewystarczająca w stosunku do wzmożonej syntezy ROS aktywność enzymów antyoksydacyjnych wzmaga peroksydację lipidów i przyczynia się do powstawania powikłań cukrzycy. Warto też pamiętać, że długołańcuchowe kwasy tłuszczowe mają bezpośredni efekt rozprzęgający łańcuch oddechowy. Rezultatem tego jest mniejsza efektywność produkcji energii, co pokrywane jest zwiększeniem aktywności łańcucha oddechowego. Wymaga to jednak większej ilości tlenu i wzmaga generację ROS. Efektem ubocznym przestawienia mitochondriów na metabolizm FFA jest hamowanie glikolizy w cytoplazmie – glukoza wchodzi na alternatywne szlaki metaboliczne prowadzące do powstania produktów odpowiedzialnych za jej toksyczność, m.in. w szlaku biosyntezy heksozoamin powstaje duża ilość β-N-acetyloglukozaminy, która prowadzi do nadmiernej O-glikozylacji białek.

W wyniku opisanych procesów dochodzi do zahamowania metabolizmu glukozy. Zmniejszone zapotrzebowanie na energię (brak aktywności fizycznej) w połączeniu z dużą wartością energetyczną FFA powoduje, że mięśnie nie są w stanie wykorzystać napływających z krwią kwasów tłuszczowych, co przy zwiększonej lipolizie prowadzi do zwiększenia ich stężenia we krwi. Pojawia się cytotoksyczne działanie FFA i hiperglikemii, przede wszystkim na komórki śródbłonka naczyniowego (tab. 1.2).

Tabela 1.2. Toksyczny wpływ wolnych kwasów tłuszczowych na komórki endotelialne

• Redukcja syntezy NO

• Indukcja syntezy ROS [aktywacja oksydazy NAD(P)H]

• Utrata właściwości wazodylatacyjnych endotelium

• Aktywacja szlaków związanych z procesami zapalnymi (szlaku NF-κΒ)

• Utrata właściwości przeciwkrzepliwych śródbłonka

NAD(P)H – dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy; NO – tlenek azotu; ROS (reactive oxygen species) – wolne rodniki tlenowe.

CIAŁA KETONOWE

Kolejnym, fizjologicznym mechanizmem, który ma na celu oszczędzanie glukozy w okresach głodzenia, jest ketogeneza. Proces ten w stanach patologicznych, szczególnie u pacjentów z cukrzycą typu 1, może być przyczyną poważnych problemów – cukrzycowej kwasicy ketonowej. Ciała ketonowe (β-hydroksymaślan, acetooctan i aceton) są syntetyzowane w mitochondriach wątroby, a w pozostałych tkankach mogą być wykorzystywane jako alternatywny w stosunku do glukozy surowiec energetyczny. Największą ilość ciał ketonowych, ze względu na dużą masę, wykorzystują mięśnie. Ciała ketonowe są chętnie metabolizowane przez ośrodkowy układ nerwowy (OUN), mięsień sercowy i nerki. W OUN w stanie przedłużonego głodzenia nawet 75% energii pochodzi ze spalania ciał ketonowych, dzięki czemu organizm może oszczędzać glukozę. Ciała ketonowe syntetyzowane są w ciągu przemian pokazanym na rycinie 1.4.

Synteza ciał ketonowych zachodzi efektywnie, gdy spełnione są dwa warunki:

• zachodzi nasilona lipoliza w tkance tłuszczowej na skutek braku hamującego działania insuliny lub przewagi hormonów o działaniu antagonistycznym (w sytuacjach stresowych bądź patologicznych – zakażenia, wyniszczenie organizmu, nadczynność gruczołów wydzielających hormony o działaniu antagonistycznym do insuliny);

• w osoczu krwi obserwuje się zwiększone stężenie FFA, co zwiększa ich napływ do wątroby.

Rycina 1.4. Synteza i katabolizm ciał ketonowych.

ACAT1 – tiolaza acetoacetylo-CoA 1; HMGCS2 – mitochondrialna syntaza HMG-CoA; SCOT – transferaza bursztynylo-CoA; ACAA2 – acylotransferaza acetylo-CoA 2. Reakcje zaznaczone przerywanymi strzałkami zachodzą w tkankach pozawątrobowych.

W wątrobie FFA mogą ulec reestryfikacji do triacylogliceroli, β-oksydacji, a w przypadku znacznego niedoboru insuliny wchodzą w szlak ketogenezy. W przypadku bezwzględnego lub względnego niedoboru insuliny w wątrobie intensywnie zachodzi glukoneogeneza – proces mający na celu syntezę glukozy de novo na potrzeby innych tkanek. Wyczerpuje to zapasy szczawiooctanu, który niezbędny jest w pierwszej reakcji cyklu Krebsa, polegającej na jego kondensacji z acetylo-CoA (pochodzącym z β-oksydacji FFA) z wytworzeniem cytrynianu. Skutkiem tego powstający w dużych ilościach acetylo-CoA nie może być przetwarzany w cyklu Krebsa i wchodzi w alternatywne szlaki przemian – w wątrobie, przy niedoborze insuliny będzie to głównie synteza ciał ketonowych.

W czasie normalnego odżywiania ketogeneza zachodzi tylko w minimalnym stopniu, ulega znacznemu nasileniu proporcjonalnie do zmniejszenia stężenia insuliny. Stężenie ciał ketonowych po posiłku nie przekracza 0,2 mmol/l, lecz w okresie głodowania zwiększa się do ok. 5 mmol/l, a w cukrzycowej kwasicy ketonowej znacznie przekracza 12 mmol/l. Warto pamiętać, że duże stężenie ciał ketonowych we krwi wynika raczej z ich nadprodukcji w wątrobie, a nie ze zmniejszonej utylizacji obwodowej. W przeciwieństwie do pacjentów z cukrzycą, u osób, które nawet przez długi czas głodują, zwiększenie stężenia ciał ketonowych we krwi jest umiarkowane [90–126 mg/dl (5,0–7,0 mmol/l)], co wynika z kompensacji wzmożonej syntezy wątrobowej, poprzez ich większy wychwyt przez tkanki pozawątrobowe. U osób z cukrzycą (głównie typu 1) następuje dysregulacja syntezy i utylizacji ciał ketonowych, co prowadzi do ich dramatycznego wzrostu we krwi i może być przyczyną kwasicy ketonowej.

Po przekroczeniu progu nerkowego ciała ketonowe pojawiają się w moczu, co określa się ketonurią. Ze względu na ich silnie osmotyczne działanie, a dodatkowo obecność glukozy w moczu obserwuje się nasiloną diurezę. Towarzysząca ketonurii wzmożona diureza może stanowić zagrożenie dla życia pacjenta. β-hydroksymaślan i acetooctan są wydalane jako aniony organiczne, co wymusza także konieczność wydalania dużych ilości jonów sodowych, prowadząc do znacznej utraty sodu, ogranicza także zdolność nerek do regeneracji zasad. Dlatego też u pacjentów z ketonurią obserwujemy obniżenie syntezy wodorowęglanów (HCO₃–). Zwiększona utrata sodu i zmniejszona regeneracja wodorowęglanów są maskowane przez współistniejące odwodnienie. W trakcie wyrównywania wolemii stają się jednak szybko istotnym problemem klinicznym.

Syntetyzowane w wątrobie ciała ketonowe przenikają do krwi, skąd są wychwytywane przez pozostałe tkanki, w tym OUN (ciała ketonowe łatwo przenikają barierę krew–mózg i są paliwem dla tego narządu). Wzmożona β-oksydacja kwasów tłuszczowych dostarcza dużych ilości NADH, co zwiększa w hepatocytach stosunek NADH/NAD⁺. Nadmiar NADH wykorzystywany jest do redukcji acetooctanu do β-hydroksymaślanu, który staje się dominującym związkiem w ketogenezie. Powyższa reakcja, katalizowana przez dehydrogenazę β-hydroksymaślanową, jest odwracalna, w tkankach pozawątrobowych zazwyczaj stosunek NADH/NAD⁺ jest niski, stąd przeważa reakcja odwrotna prowadząca do syntezy acetooctanu z napływającego do komórek β-hydroksymaślanu. W efekcie β-hydroksymaślan stanowi ok. 70% wszystkich ciał ketonowych we krwi, pozostałą część stanowi acetooctan i w ok. 2% aceton, będący produktem spontanicznej dekarboksylacji acetooctanu. Aceton ma duże znaczenie diagnostyczne – jako związek lotny jest on wydalany głównie przez płuca, a jego charakterystyczny zapach (zapach lakieru do paznokci, którego jest częstym składnikiem) umożliwia szybkie podejrzenie kwasicy ketonowej. Warto pamiętać, że wiele testów, w tym większość testów na obecność ciał ketonowych w moczu, wykrywa jedynie obecność acetooctanu i acetonu – ciał ketonowych, które występują w mniejszości, wobec czego ich wyniki mocno nie doszacowują rzeczywistego stężenia ciał ketonowych, które zależne jest głównie od stężenia β-hydroksymaślanu. O ile takie testy mogą być używane do diagnostyki cukrzycowej kwasicy ketonowej, o tyle nie powinny one służyć do monitorowania leczenia tego stanu. W tym celu powinno się używać testów mierzących stężenie β-hydroksymaślanu we krwi. Warto wspomnieć, że ciała ketonowe mogą pojawić się we krwi w wielu sytuacjach klinicznych, w tym w alkoholowej kwasicy ketonowej. Kwasicę alkoholową od cukrzycowej odróżnia laboratoryjnie zazwyczaj umiarkowanie zwiększone, prawidłowe lub zmniejszone stężenie glukozy, podczas gdy w kwasicy cukrzycowej stężenie glukozy jest bardzo duże i przekracza 200 mg/dl (11,1 mmol/l).

β-hydroksymaślan i acetooctan to relatywnie silne kwasy organiczne, które jeśli występują w odpowiednim stężeniu, mogą przekroczyć zdolność buforową buforów krwi, czego efektem będzie kwasica metaboliczna. Zwiększonemu stężeniu tych związków będzie towarzyszyć znaczne powiększenie luki anionowej, wskazujące na obecność zwiększonego stężenia tzw. anionów nieoznaczalnych (w przypadku kwasicy ketonowej odpowiedzialne za to jest nagromadzenie β-hydroksymaślanu i acetooctanu). Nagromadzenie tych związków wraz z towarzyszącą hiperglikemią prowadzi do znacznego wzrostu osmolalności osocza. Dodatkowo na skutek obniżenia pH krwi obserwuje się zaburzenia równowagi jonowej – hiponatremię oraz przesunięcie potasu z wnętrza komórek do osocza, co może maskować niedobory tego pierwiastka. Ma to znaczenie w czasie wyrównywania istniejącej kwasicy, gdyż potas stopniowo ulega przemieszczeniu z powrotem do wnętrza komórek, przez co jego stężenie w surowicy może maleć do niebezpiecznych wartości. Dlatego stosując płynoterapię, należy pamiętać o uzupełnianiu potasu, a przy stężeniu potasu w osoczu < 3,3 mmol/l nie można podawać insuliny.

ZABURZENIA LIPIDOWE W CUKRZYCY

Zaburzenia lipidowe u pacjentów z cukrzycą typu 1 są mniej częste, a istniejąca dyslipidemia jest zazwyczaj związana z nieprawidłową kontrolą glikemii, współistniejącą nefropatią lub innymi czynnikami, np. otyłością lub współistniejącymi defektami genetycznymi metabolizmu lipidów. Należy jednak pamiętać, że u osób z cukrzycą typu 1, nawet przy prawidłowym stężeniu lipidów osocza, można wykazać istnienie zmian jakościowych w lipoproteinach, co wraz z nasiloną glikacją białek (czego odzwierciedleniem jest wzrost poziomu HbA1c) i współistniejącym zespołem metabolicznym może tłumaczyć zwiększone ryzyko chorób układu sercowo-naczyniowego w tej grupie osób. Typowe zaburzenia lipidowe pojawiają się u pacjentów z niestabilną cukrzycą, u których brak lub niewłaściwe stosowanie insuliny wywołuje wymienione wcześniej zaburzenia metaboliczne. Występująca u takich osób hipertriglicerydemia może być tłumaczona zmniejszoną aktywnością lipazy lipoproteinowej, występującej na powierzchni śródbłonka naczyniowego. Jej funkcją jest hydroliza triacylogliceroli występujących przede wszystkim w chylomikronach oraz lipoproteinach o bardzo małej gęstości (VLDL), co uwalnia zawarte w nich FFA, dzięki czemu mogą one być wykorzystywane przez tkanki. Brak insuliny i duże stężenie FFA powstających w wyniku lipolizy w adipocytach hamują lipazę śródbłonkową, co wydłuża retencję chylomikronów i VLDL, prowadząc do zwiększenia stężenia triglicerydów w osoczu. Brak insuliny zwiększa także katabolizm białek, co w połączeniu z brakiem stymulującego działania insuliny na wychwyt aminokwasów przez tkanki prowadzi do zwiększenia ich stężenia we krwi. Są one wychwytywane głównie przez wątrobę i nerki, w których to narządach szkielety węglowe aminokwasów glukogennych przekształcane są w glukozę, co dodatkowo zwiększa glikemię.

Piśmiennictwo

1. Boden G. Obesity and Free Fatty Acids (FFA). Endocrinol Metab Clin North Am 2008; 37: 635–ix.

2. Boden G., Laakso M. Lipids and Glucose in Type 2 Diabetes. Diabetes Care 2004; 27: 2253–2259.

3. Duncan R.E., Ahmadian M., Jaworski K. i wsp. Regulation of Lipolysis in Adipocytes. Annu Rev Nutr 2007; 27: 79–101.

4. Kamel S., Kamel M.D., Halperin M.L. Acid–Base Problems in Diabetic Ketoacidosis. N Engl J Med 2015; 372: 546–554.

5. Laffel L. Ketone bodies: a review of physiology, pathophysiology and application of monitoring to diabetes. Diabetes Metab Res Rev 1999; 15: 412–426.

6. Lind M., Svensson A.M., Kosiborod M. i wsp. Glycemic Control and Excess Mortality in Type 1 Diabetes. N Engl J Med 2014; 371: 1972–1982.

7. Louis H., Heinrich T. The Randle cycle revisited: a new head for an old hat. Am J Physiol Endocrinol Metab 2009; 297: E578–E591.

Rozdział
2

BADANIA LABORATORYJNE W DIAGNOSTYCE CUKRZYCY I ZABURZENIACH TOLERANCJI GLUKOZY

OZNACZANIE GLIKEMII

Bogdan Solnica

Oznaczanie stężenia glukozy we krwi (glikemii) jest podstawowym badaniem laboratoryjnym w diabetologii. Wykonuje się je w celu rozpoznania cukrzycy i stanu przedcukrzycowego oraz monitorowania leczenia cukrzycy – wyrównania gospodarki węglowodanowej. Oznaczenia glikemii w tych dwóch celach różnią się pod względem badanego materiału, metodyki i standardów jakości analitycznej.

Oznaczanie glikemii w celach diagnostycznych

Oznaczenia glikemii w rozpoznawaniu i wykrywaniu cukrzycy lub stanu przedcukrzycowego powinny być wykonywane w osoczu krwi żylnej w laboratorium przy użyciu metod poddawanych stałej kontroli jakości analitycznej. Niedozwolone jest stosowanie do tych celów oznaczeń wykonywanych w pełnej krwi przy użyciu glukometrów lub podobnych analizatorów.

Przy oznaczaniu glikemii ważna jest standaryzacja fazy przedanalitycznej, na którą składają się przygotowanie pacjenta, pobranie i zabezpieczenie materiału, a także transport do laboratorium. Glikemia cechuje się zmiennością okołodobową, jak również pozostaje pod wpływem takich czynników, jak poprzedzający pobranie próbki wysiłek fizyczny, wypoczynek, czas od ostatniego posiłku, ewentualnej reakcji ostrej fazy i in. Aby ograniczyć wpływ zmienności wewnątrzosobniczej, oznaczenia glikemii w celach diagnostycznych, w tym również doustny test tolerancji glukozy (oral glucose tolerance test – OGTT), powinno się wykonywać na czczo (8–14 godzin od ostatniego posiłku), w godzinach porannych, u wypoczętego pacjenta.

Przy oznaczaniu glikemii w laboratorium, w przeciwieństwie do oznaczeń wykonywanych w miejscu opieki nad pacjentem (point-of-care testing – POCT) i samokontroli, istotnym problemem jest metabolizm glukozy in vitro w pobranej próbce krwi. W związku z tym krwinki powinny być oddzielane od osocza (odwirowywane) natychmiast po pobraniu krwi, najlepiej w miejscu pobrania, o ile materiał nie może zostać bezzwłocznie dostarczony do laboratorium. Przy przechowywaniu próbki pełnej krwi w temperaturze pokojowej glikoliza w krwinkach powoduje zmniejszanie stężenia glukozy o 5–7%/godz., a przy przechowywaniu w temperaturze 4°C – o ok. 20%/dobę. Można temu zapobiegać, używając probówek zawierających substancje hamujące glikolizę, takie jak fluorek sodu (2,5 mg/ml krwi), jodooctan litu (0,5 mg/ml) lub maleimid (0,1 mg/ml), razem z antykoagulantami, takimi jak szczawian lub kwas wersenowy (ethylenediaminetetraacetic acid – EDTA). Substancje te jednak zaczynają hamować glikolizę dopiero po 2–4 godzinach od pobrania krwi, co ogranicza skuteczność tego sposobu zapobiegania spadkowi glikemii in vitro. Za skuteczniejsze uznaje się zakwaszenie próbki do pH między 5,3 a 5,9 w probówkach zawierających bufor cytrynianowy.

Stężenie glukozy w osoczu oznacza się metodami opartymi na reakcjach utleniania-redukcji z udziałem glukozy, katalizowanych przez swoiste substratowo enzymy (tab. 2.1). Oznaczenia tymi metodami wykonywane są przy użyciu automatycznych analizatorów z technikami pomiarowymi spektrofotometryczną i amperometryczną.

Laboratoryjne metody oznaczania glukozy są dobrze wystandaryzowane. Metodą definitywną jest chromatografia gazowa ze spektrometrią mas z rozcieńczeniem izotopu (isotope dilution mass spectrometry – ID-MS). Metody rutynowo stosowane w laboratoriach powinny być z nią metrologicznie spójne.

Rekomendowana zmienność analityczna oznaczeń stężenia glukozy we krwi jest powiązana z jego zmiennością biologiczną. Zalecane kryteria zmienności analitycznej wynoszą:

• nieprecyzyjność – współczynnik zmienności (CV) – ≤ 2,9%;

• błąd dokładności (systematyczny) – ≤ 2,2%;

• błąd całkowity – ≤ 6,9%.

W rozpoznawaniu cukrzycy lub stanu przedcukrzycowego wykorzystuje się wyniki oznaczeń stężenia glukozy w próbkach krwi pobranych w określonych warunkach.

Tabela 2.1. Metody analityczne stosowane w oznaczaniu stężenia glukozy w osoczu krwi w laboratorium

Metoda

Reakcje

Z oksydazą glukozową i peroksydazą (GOD–POX):

• Przekształcenie α-D-glukozy w β-D-glukozę

• Utlenienie glukozy do kwasu glukonowego z powstaniem nadtlenku wodoru w ilości ekwimolarnej do utlenionej glukozy

• Nadtlenek wodoru utlenia chromogen do barwnego produktu

Z heksokinazą (HK) i dehydrogenazą glukozo-6-fosforanu (G-6-PDH):

• Przekształcenie glukozy do glukozo-6-fosforanu

• Utlenienie glukozo-6-fosforanu do 6-fosfoglukonianu z redukcją koenzymu do NADPH

ADP (adenosine diphosphate) – adenozyno-5′-difosforan; ATP (adenosine triphosphate) – adenozyno-5′-trifosforan; FAD (flavin adenine dinucleotide) – dinukleotyd flawinoadeninowy; NAD (nicotinamide adenine dinucleotide) – dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy; NADP (nicotinamide adenine dinucleotide phosphate) – fosforan dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego; NADPH – forma zredukowana NADP⁺.

Kryteria diagnostyczne cukrzycy, nieprawidłowej glikemii na czczo (impaired fasting glucose – IFG) i nieprawidłowej tolerancji glukozy (impaired glucose tolerance – IGT) obejmują (zob. rozdz. 3):

• glikemię przygodną (próbka krwi pobrana o dowolnej porze dnia, niezależnie od czasu, który upłynął od ostatniego posiłku);

• glikemię na czczo (próbka krwi pobrana 8–14 godzin od ostatniego posiłku);

• glikemię w 120. minucie OGTT.

Doustny test tolerancji glukozy jest próbą czynnościową, oceniającą jednocześnie wydzielanie insuliny oraz zależną od niej dystrybucję glukozy w tkankach (insulinowrażliwość). Nie daje jednak możliwości odrębnej oceny tych dwóch mechanizmów wpływających na glikemię.

Wykonanie OGTT należy zlecać po stwierdzeniu nieprawidłowej glikemii na czczo (impaired fasting glycaemia – IFG) oraz przy uzasadnionym podejrzeniu nieprawidłowej tolerancji glukozy lub cukrzycy (nawet przy prawidłowej glikemii na czczo). Nie powinno się natomiast zlecać OGTT u osób, u których wyniki oznaczeń glikemii wykonanych na czczo upoważniają do rozpoznania cukrzycy (zob. rozdz. 3).

Na wynik OGTT, oprócz wydzielania insuliny i wrażliwości tkanek na nią, mają wpływ również takie czynniki, jak: szybkość wchłaniania glukozy z przewodu pokarmowego, schorzenia żołądkowo-jelitowe, nawodnienie, objętość dystrybucji glukozy, wypoczynek pacjenta przed testem, zażywane leki i in. W celu zmniejszenia niepewności uzyskanego wyniku i poprawy powtarzalności testu trzeba właściwie przygotować pacjenta do badania. Należy go (lub jego opiekunów) poinformować, że powinno się utrzymać spożycie węglowodanów w diecie na poziomie co najmniej 150 g/dobę i zgłosić się na badanie na czczo w godzinach 7:00–9:00. Pacjent powinien być wypoczęty, po przespanej nocy. Należy ocenić ewentualnie zażywane przez pacjenta leki pod kątem ich działania hiperglikemizującego.

Przeprowadzenie OGTT obejmuje:

• pobranie wyjściowej próbki krwi żylnej; zaleca się też wykonanie oznaczenia glikemii przed obciążeniem glukozą w celu wykrycia ewentualnej hiperglikemii i oceny celowości wykonania testu;

• spożycie przez pacjenta (dziecko) 1,75 g/kg mc. do 75 g bezwodnej glukozy rozpuszczonej w 250–300 ml wody w ciągu 5 minut;

• pobranie drugiej próbki krwi żylnej 120 minut po zakończeniu podawania glukozy [przez cały okres OGTT (2 godziny) osoba badana powinna przebywać w miejscu jego wykonywania, w spoczynku].

Oznaczenia glikemii w trakcie OGTT powinny być wykonywane w osoczu krwi żylnej w laboratorium. Używanie glukometrów przy wykonywaniu OGTT jest niedopuszczalne.

Mimo poprawnej standaryzacji przygotowania pacjenta i przeprowadzenia OGTT ograniczeniem badania jest mała powtarzalność. Wykazano, że zgodność w zakwalifikowaniu badanej osoby do stanu prawidłowej lub nieprawidłowej tolerancji glukozy albo cukrzycy na podstawie wyników dwukrotnie wykonanego OGTT wynosi 45–75%.

Oznaczanie glikemii na czczo jest też zalecane jako badanie przesiewowe w kierunku cukrzycy typu 2 (zob. rozdz. 3), a razem z OGTT są badaniami stosowanymi w wykrywaniu hiperglikemii w ciąży (zob. rozdz. 21).

Oznaczanie glikemii w monitorowaniu leczenia cukrzycy

Monitorowanie leczenia cukrzycy w zakresie wyrównania gospodarki węglowodanowej wymaga bieżącej (w czasie rzeczywistym) kontroli glikemii i jej retrospektywnej oceny.

Oznaczenia glikemii w samokontroli mogą być wykonywane przy użyciu glukometrów – zminiaturyzowanych analizatorów glukozy mierzących jej stężenie w osoczu próbki pełnej krwi włośniczkowej metodami suchej chemii przy użyciu pasków testowych (reagent strips). Są one podłożem dla wszystkich substancji biorących udział w reakcjach oraz elektrod i innych elementów układu pomiarowego. Pod względem metodyki oznaczania glukozy oraz technik pomiarowych glukometry nie różnią się od analizatorów stosowanych w laboratoriach. Wykorzystuje się w nich metodę z dehydrogenazą glukozy i oksydazą glukozową (tab. 2.2) oraz – najczęściej – amperometryczną technikę pomiarową. Przy stosowaniu tej techniki paski testowe mają budowę elektrody glukozowej – elektrony uwalniane przez utlenianie cząsteczek glukozy są przekazywane na elektrodę pomiarową za pośrednictwem redukowanych i utlenianych koenzymów i mediatorów. Natężenie płynącego przez nią prądu (elektronów) mierzone przez glukometr jest proporcjonalne do stężenia glukozy w badanej próbce. W bardzo rzadko stosowanej technice pomiaru reflektometrycznego (natężenia światła odbitego od barwnej powierzchni) zachodzące na pasku testowym reakcje prowadzą do powstania produktów przebarwiających pole reakcyjne w stopniu proporcjonalnym do stężenia glukozy w próbce.

Tabela 2.2. Metody analityczne stosowane w oznaczaniu stężenia glukozy we krwi za pomocą glukometrów

Metoda

Reakcje

Z oksydazą glukozową:

• Utlenienie glukozy do kwasu glukonowego przez tlen z otoczenia z redukcją koenzymu (FAD)

• Utlenienie koenzymu z redukcją mediatora

• Utlenienie mediatora na elektrodzie

Z dehydrogenazą glukozy (GDH):

• Utlenienie glukozy do glukonolaktonu z redukcją koenzymu (NAD, NADP, FAD)

• Utlenienie koenzymu z redukcją mediatora

• Utlenienie mediatora na elektrodzie

e– – elektron; FAD (flavin adenine dinucleotide) – dinukleotyd flawinoadeninowy; NAD (nicotinamide adenine dinucleotide) – dinukleotyd nikotynoamidoadeninowy; NADP (nicotinamide adenine dinucleotide phosphate) – fosforan dinukleotydu nikotynoamidoadeninowego.

Przedział oznaczalności większości glukometrów wynosi 20–800 mg/dl (1,1–44,4 mmol/l). Zaleca się używanie glukometrów podających jako wyniki oznaczeń stężenie glukozy w osoczu krwi włośniczkowej. Oprogramowanie glukometrów pozwala na przechowywanie do kilkuset wyników oznaczeń i ich podstawową analizę oraz współpracę z odpowiednimi programami komputerowymi.

Oznaczenia wykonywane przy użyciu glukometrów w pełnej krwi jako pierwotnym materiale są narażone na czynniki zakłócające, które wpływają na ich dokładność. Wzrost hematokrytu powoduje zmniejszenie oznaczanych stężeń glukozy rzędu 0,07–1,3%/1% wzrostu hematokrytu na skutek mniejszej objętości osocza docierającego do strefy reakcyjnej pasków testowych. Spadek hematokrytu ma efekt odwrotny. Interferencje wielu substancji endogennych (kwasu moczowego, bilirubiny, glutationu, innych cukrów itd.) oraz egzogennych, głównie leków i ich metabolitów, polegają na ich udziale w zachodzących na paskach testowych reakcjach utleniania-redukcji. Informacja na temat charakteru i stopnia tych interferencji powinna być dostarczana przez producentów glukometrów lub pasków.

Glukometry są kalibrowane fabrycznie, użytkownik nie ma takiej możliwości. Dokładność oznaczeń wykonywanych za ich pomocą ma kluczowe znaczenie dla skuteczności samokontroli glikemii. Zależy od niej wiarygodność oceny wyrównania metabolicznego oraz wykrywania stanów hipo- i hiperglikemii wymagających doraźnej interwencji. Użytecznym w codziennej praktyce wskaźnikiem dokładności oznaczeń jest błąd glukometru – różnica między wynikiem uzyskanym przy jego użyciu a wartością referencyjną, wyrażaną jako procent wartości referencyjnej:

błąd (%) = [(Ggluk – Gref)/Gref] × 100,

gdzie: Ggluk – wynik oznaczenia przy użyciu glukometru, Gref – wartość referencyjna (wynik badania w tym samym materiale metodą laboratoryjną).

Użytkownik glukometru może dokonywać kontroli dokładności oznaczeń za pomocą płynów kontrolnych, jednak bez możliwości wyliczenia błędu. Zgodnie z zaleceniami Polskiego Towarzystwa Diabetologicznego (PTD) kontrolę poprawności posługiwania się glukometrem oraz dokładności oznaczeń należy przeprowadzać w przypadku podejrzenia nieprawidłowości oraz przynajmniej raz w roku. Dla uproszczenia tej procedury jako wartość referencyjną w określaniu błędu glukometru można wykorzystywać wyniki oznaczeń za pomocą analizatora POCT o zweryfikowanej zgodności z metodą laboratoryjną.

Zgodnie z normą ISO 15197:2015 (In vitro diagnostic test systems – Requirements for blood-glucose monitoring systems for self-testing in managing diabetes mellitus), mającą status polskiej normy, dopuszczalny dla stężeń glukozy ≥ 100 mg/dl (≥ 5,6 mmol/l) błąd 95% wyników nie może przekraczać ±15% wartości referencyjnej, a dla stężeń < 100 mg/dl (< 5,6 mmol/l) – ±15 mg/dl (±0,8 mmol/l). Kryteria podane w tej normie, zbliżone do rekomendacji instytucji w USA, są dogodną podstawą interpretacji wyników w bieżącej kontroli dokładności oznaczeń przy użyciu glukometrów.

Samokontrola glikemii stanowi integralną część leczenia cukrzycy, Obecnie zaleconą metodą kontroli glikemii są systemy ciągłego monitorowania glikemii (continuous glucose monitoring – CGM), szczególnie u osób leczonych insuliną (zob. rozdz. 8). Systemy CGM dokonują w próbkach płynu tkankowego opisanymi powyżej metodami enzymatycznymi przeliczanego na glikemię pomiaru stężenia glukozy z zaprogramowaną częstotliwością i podają wyniki w czasie rzeczywistym oraz gromadzą je i opracowują. Oznaczenia są wykonywane przez czujniki (sensory) pobierające płyn przez umieszczone w tkance podskórnej cewniki o różnej żywotności, połączone z urządzeniem lub przesyłające dane zdalnie. Systemy są kalibrowane fabrycznie, ale mogą być też kalibrowane przez użytkownika z wykorzystaniem wyników pomiarów stężenia glukozy we krwi.

Systemy CGM opracowują gromadzone dane i mogą wyliczać średnie wartości glikemii i inne wskaźniki, takie jak czas (% odczytów) spędzony w glikemii docelowej (time in range – TIR) oraz powyżej i poniżej przyjętego celu, a także odpowiadające glikemii stężenie hemoglobiny glikowanej (HbA1c).

Oznaczanie glukozy w moczu

Glukozę w moczu oznacza się za pomocą pasków testowych półilościowymi metodami suchej chemii, najczęściej z wykorzystaniem reakcji oksydazy glukozowej i peroksydazy, z utlenieniem chromogenu do barwnego produktu. Stopień przebarwienia pola reakcyjnego paska półilościowo określa stężenie glukozy w moczu. Zmiana barwy może być oceniana wzrokowo (samokontrola) lub przy użyciu reflektometrycznego czytnika pasków w laboratorium. Do czynników zakłócających należą kwas askorbinowy obecny w moczu w dużym stężeniu, ciała ketonowe i duży ciężar właściwy moczu – powodują one zaniżone lub fałszywie ujemne wyniki oznaczeń.

Glukoza występuje w moczu (glukozuria) po przekroczeniu przez glikemię progu nerkowego wynoszącego zwykle ok. 180 mg/dl (10,0 mmol/l). Dlatego oznaczanie glukozy w moczu odgrywa w monitorowaniu leczenia cukrzycy jedynie rolę pomocniczą – glukozuria jest sygnałem znacznej hiperglikemii.

Przyczyną glukozurii mogą być tubulopatie, a także coraz szerzej stosowane inhibitory kotransportera sodowo-glukozowego 2 (sodium-glucose cotransporter-2 – SGLT2).

Retrospektywna ocena glikemii

Retrospektywna ocena glikemii opiera się na wynikach oznaczeń odzwierciedlających średnie stężenie glukozy we krwi w krótszym lub dłuższym okresie przed wykonaniem oznaczenia. Mogą to być oznaczenia substancji trwale modyfikowanych w reakcji z glukozą (białka glikowane) lub, jak w przypadku 1,5-anhydroglucitolu, na dłużej zmieniające swoje stężenie w warunkach hiperglikemii i glukozurii.

Glikacja białek

Glikacja to spontaniczna, nieenzymatyczna reakcja grup aldehydowych cząsteczek glukozy (lub innego monosacharydu) z wolnymi grupami aminowymi cząsteczek różnych białek. W pierwszym etapie glikacji zachodzi odwracalna reakcja kondensacji między wolną grupą aldehydową glukozy a grupą aminową białka z wytworzeniem aldiminy (zasada Schiffa). W drugim etapie, w wyniku wewnątrzcząsteczkowego przegrupowania Amadoriego, powstaje stabilna forma ketoaminowa, utrzymująca się do naturalnej degradacji białka (ryc. 2.1).

Glikacji ulegają wszystkie białka, które mają dostępne do reakcji wolne grupy aminowe. Spośród nich znaczenie diagnostyczne mają hemoglobina glikowana i glikowane białka osocza, głównie albumina.

Rycina 2.1. Proces glikacji.

W toku złożonych procesów, obejmujących początkowo reakcje glukozy z N-końcowymi grupami aminowymi lizyny i argininy różnych białek, powstają końcowe produkty zaawansowanej glikacji (advanced glycation end products – AGE). Działając samodzielnie lub przez swoiste receptory (receptor for advanced glycation end products – RAGE), odgrywają one istotną rolę w rozwoju przewlekłych powikłań cukrzycy, zmieniając własności biologiczne białek, hamując syntezę niektórych mediatorów (prostaglandyn, NO, tkankowego aktywatora plazminogenu), aktywując makrofagi i pobudzając reakcję zapalną oraz nasilając stres oksydacyjny. Oznaczanie stężenia AGE w osoczu nie znajduje zastosowania w codziennej praktyce.

Hemoglobina glikowana

Frakcja HbA1c hemoglobiny glikowanej jest produktem przyłączenia glukozy do N-końcowej waliny jednego lub obydwu łańcuchów β globiny w HbA, niezależnie od glikacji w innych miejscach cząsteczki. Jako największa frakcja (75–80%) hemoglobiny glikowanej (glikohemoglobiny, GHB, HbA1) HbA1c jest rutynowo stosowanym retrospektywnym wskaźnikiem glikemii, służącym do oceny wyrównania gospodarki węglowodanowej i ryzyka rozwoju przewlekłych powikłań cukrzycy, w tym ryzyka sercowo-naczyniowego.

Przy prawidłowym okresie przeżycia erytrocytów (ok. 120 dni) stężenie HbA1c odzwierciedla średnie stężenie glukozy we krwi w okresie 3–4 miesięcy poprzedzających oznaczenie. Około 60% obecnej w erytrocytach HbA1c powstaje jednak w ciągu miesiąca poprzedzającego badanie. Te zależności przestają istnieć przy zmianie okresu przeżycia erytrocytów. Dlatego u pacjentów, u których cukrzyca współistnieje z niedokrwistością czy leczeniem hemodializami bądź stosowaniem erytropoetyny, nie należy stosować oznaczeń HbA1c jako retrospektywnego wskaźnika glikemii. Zamiast tego w samokontroli glikemii można stosować systemy wyliczające poziom HbA1c lub oznaczać glikowane białka osocza.

Hemoglobinę glikowaną oznacza się w pełnej krwi żylnej lub włośniczkowej (zalecane) pobranej na EDTA lub heparynę. Krew nie musi być pobierana na czczo, pacjent nie wymaga żadnego przygotowania. Próbki krwi mogą być przechowywane do tygodnia w temperaturze 4°C. Dłuższe przechowywanie wymaga zamrożenia materiału w temperaturze co najmniej –70°C.

Hemoglobinę glikowaną oznacza się głównie metodami chromatograficznymi i immunochemicznymi, rzadziej elektroforetycznymi (elektroforeza kapilarna). Chromatografia jonowymienna dokonuje rozdziału frakcji Hb na podstawie ładunku cząsteczek. Zależny od niego różny czas retencji poszczególnych frakcji w kolumnie umożliwia ich separację i ilościowe oznaczenie HbA1c.

Z kolei chromatografia powinowactwa wykorzystuje reakcję HbA1 z cząsteczkami pochodnej kwasu borowego związanymi z materiałem wypełniającym kolumnę z wytworzeniem kowalencyjnych wiązań unieruchamiających cząsteczki wszystkich frakcji HbA1 w kolumnie. Po elucji frakcji hemoglobiny nieglikowanej (HbA0) i dysocjacji wiązań HbA1 następuje elucja tej frakcji. Kalibracja metody pozwala na podawanie jako wyniku stężenia HbA1c.

Obie metody chromatograficzne są dostępne w postaci wysokociśnieniowej (high-performance liquid chromatography – HPLC), z całkowitą automatyzacją procedury analitycznej.

Metody immunochemiczne wykorzystują monoklonalne przeciwciała przeciwko epitopom obejmującym N-końcowe aminokwasy łańcucha β HbA1c. Są to często metody immunoturbidymetryczne i różne ich modyfikacje, dostępne na rutynowo używanych w laboratoriach automatycznych analizatorach biochemicznych. W użyciu są również inne metody immunochemiczne, takie jak immunochemiluminescencyjne czy immunoenzymatyczne.

Oznaczenia HbA1c mogą być wykonywane również poza laboratorium, w trybie POCT. Stosowane do tego celu analizatory wykorzystują metody immunochemiczne oraz różne modyfikacje chromatografii powinowactwa.

Na wyniki oznaczeń HbA1c różnorodny, zależny od metody analitycznej wpływ mogą mieć zwiększona zawartość hemoglobiny płodowej (fetal hemoglobin – HbF) lub warianty hemoglobiny, takie jak HbS czy HbC. Fałszywe zawyżenie może być następstwem chemicznej modyfikacji hemoglobiny (karbamylacji, acetylacji) w takich stanach jak niewydolność nerek czy zażywanie dużych dawek salicylanów.

Standaryzację oznaczeń HbA1c zapewniają dwa systemy o zasięgu międzynarodowym. Działający od 1996 r. amerykański Narodowy Program Standaryzacji Glikohemoglobiny (National Glycohemoglobin Standardization Program – NGSP) stosuje jako metodę odniesienia jonowymienną HPLC. Certyfikat NGSP jest przyznawany na rok metodom (analizatorom/odczynnikom) spełniającym kryteria zgodności z metodą odniesienia. Aktualizowana lista certyfikowanych metod oznaczania HbA1c jest dostępna na stronie internetowej Zalecenia praktyki klinicznej, w tym zalecenia PTD, rekomendują posługiwanie się w laboratoriach i w trybie POCT metodami oznaczania HbA1c certyfikowanymi przez NGSP.

Wdrożony na początku lat dwutysięcznych przez International Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (IFCC) program standaryzacji wykorzystuje dwuetapową metodę referencyjną obejmującą odszczepienie przez swoistą endoproteinazę N-końcowych heksapeptydów łańcuchów β wszystkich cząsteczek Hb i następnie rozdział glikowanych i nieglikowanych heksapeptydów za pomocą HPLC z oznaczeniem ilościowym przy użyciu spektrometrii mas lub elektroforezy kapilarnej. Oferowane dziś na rynku metody (odczynniki i analizatory) oznaczania HbA1c są metrologicznie spójne z referencyjną metodą IFCC. W programie standaryzacji IFCC zaproponowano wyrażanie wyników oznaczeń w jednostkach SI – mmol HbA1c na mol całkowitej Hb (mmol/mol; tab. 2.3). Laboratoriom zaleca się podawanie wyników w obu jednostkach.

Tabela 2.3. Stężenia HbA1c w jednostkach tradycyjnych [%] i jednostkach SI [mmol/mol]

HbA1c (%)

HbA1c (mmol/mol)

HbA1c (%)

HbA1c (mmol/mol)

4,0

20

8,1

65

4,1

21

8,2

66

4,2

22

8,3

67

4,3

23

8,4

68

4,4

25

8,5

69

4,5

26

8,6

70

4,6

27

8,7

72

4,7

28

8,8

73

4,8

29

8,9

74

4,9

30

9,0

75

5,0

31

9,1

76

5,1

32

9,2

77

5,2

33

9,3

78

5,3

34

9,4

79

5,4

36

9,5

80

5,5

37

9,6

81

5,6

38

9,7

83

5,7

39

9,8

84

5,8

40

9,9

85

5,9

41

10,0

86

6,0

42

10,1

87

6,1

43

10,2

88

6,2

44

10,3

89

6,3

45

10,4

90

6,4

46

10,5

91

6,5

48

10,6

92

6,6

49

10,7

93

6,7

50

10,8

95

6,8

51

10,9

96

6,9

52

11,0

97

7,0

53

11,1

98

7,1

54

11,2

99

7,2

55

11,3

100

7,3

56

11,4

101

7,4

57

11,5

102

7,5

58

11,6

103

7,6

60

11,7

104

7,7

61

11,8

105

7,8

62

11,9

107

7,9

63

12,0

108

8,0

64

Oznaczanie hemoglobiny glikowanej w rozpoznawaniu cukrzycy i stanu przedcukrzycowego. Poziom HbA1c, odzwierciedlający retrospektywnie średnie stężenie glukozy we krwi, cechujący się większą stabilnością i mniejszą zmiennością wewnątrzosobniczą niż glikemia, niewymagający przygotowania do pobrania materiału, w tym bycia na czczo, uznano za dogodne kryterium diagnostyczne w rozpoznawaniu cukrzycy i stanu przedcukrzycowego (zob. rozdz. 5).

Należy podkreślić, że oznaczenia poziomu HbA1c dla celów diagnostycznych powinny być wykonywane w laboratorium przy użyciu metod (sprzętu, odczynników) certyfikowanych przez NGSP. Nie można jednak tych oznaczeń wykonywać za pomocą analizatorów przeznaczonych do badań w trybie POCT, nawet certyfikowanych przez NGSP.

Oznaczanie hemoglobiny glikowanej w monitorowaniu leczenia cukrzycy. Poziom HbA1c, obok wyników monitorowania (samokontroli) glikemii, określa cele wyrównania gospodarki węglowodanowej w leczeniu cukrzycy. W monitorowaniu leczenia cukrzycy oznaczenia HbA1c należy wykonywać raz w roku u pacjentów ze stabilnym przebiegiem choroby, osiągających cele leczenia, i co najmniej raz na kwartał u pacjentów nieosiągających celów leczenia lub tych, u których dokonano zmiany sposobu leczenia (zob. rozdz. 8).

W ocenie osiągania celów leczenia na podstawie wyników samokontroli glikemii i oznaczeń HbA1c można wykorzystywać szacowaną średnią glikemię (estimated average glucose – eAG) wyliczaną za pomocą wzorów:

eAG (mg/dl) = 28,7 × HbA1c – 46,7

eAG (mmol/l) = 1,59 × HbA1c – 2,59 = 1 W

Glikowane białka osocza

Około 90% glikowanych białek osocza stanowi glikowana albumina. Jej stężenie w osoczu odzwierciedla średnią glikemię w okresie 2–3 tygodni przed oznaczeniem. Glikowane białka osocza mogą być alternatywą dla HbA1c, gdy jej oznaczanie bądź stosowanie nie jest możliwe, jak również mogą być przydatne w monitorowaniu leczenia u pacjentów z chwiejnym przebiegiem choroby. Stężenie glikowanej albuminy można oznaczać bezpośrednio lub pośrednio, oznaczając ją razem z innymi glikowanymi białkami osocza jako fruktozaminę.

Stężenie fruktozaminy. Stężenie fruktozaminy (fructosamine – FA) określa całkowitą zawartość glikowanych białek osocza. Fruktozamina jest ketoaminową formą produktu glikacji powstającego głównie w wyniku reakcji glukozy z grupami ε-aminowymi reszt lizynowych cząsteczek albuminy. Powszechnie stosowana metoda oznaczania jest oparta na redukcji błękitu tetrazoliowego (nitroblue tetrazolium – NBT) przez FA i pomiarze spektrofotometrycznym na automatycznych analizatorach biochemicznych. Oznaczenie to może być zakłócane przez substancje endogenne, takie jak kwas moczowy, lipidy i bilirubina, występujące w dużych stężeniach. Przedział referencyjny i wartości docelowe stężenia FA istotnie zależą od metody oznaczania.

W przeciwieństwie do poziomu HbA1c stężenie FA, wyrażane w jednostkach bezwzględnych (zwykle μmol/l), zależy nie tylko od glikemii w okresie poprzedzającym oznaczenie, lecz także od stężenia białka całkowitego lub albuminy w surowicy. W przypadku oznaczeń FA u osób z nieprawidłowym stężeniem białka całkowitego lub albuminy w surowicy, np. u kobiet w ciąży, należy dokonać korekty oznaczonego stężenia FA:

FAskoryg = FAzmierzona × 72/[białko całkowite]

U pacjentów z zaburzeniami czynności tarczycy, zespołem nerczycowym lub upośledzoną czynnością wątroby okres półtrwania albuminy może się zmieniać, co utrudnia interpretację wyników oznaczeń FA.

Glikowana albumina. Glikowana albumina (GA) jest oznaczana metodami enzymatycznymi, chromatograficznymi i immunochemicznymi, co utrudnia standaryzację oznaczeń i harmonizację wyników. Stężenie GA wyraża się jako procent stężenia całkowitej albuminy. Przedział referencyjny i wartości docelowe zależą od metody oznaczania. Ograniczenia stosowania GA są takie same jak w przypadku FA.

1,5-anhydroglucitol. 1,5-anhydroglucitol (1,5-AG) jest monosacharydem pochodzenia pokarmowego, nie ulega w organizmie żadnym przemianom. Po przesączeniu w kłębuszkach nerkowych 1,5-AG jest wchłaniany zwrotnie w kanalikach proksymalnych przy udziale tego samego błonowego transportera co glukoza, wobec czego glukozuria hamuje jego reabsorpcję. W stanie hiperglikemii/glukozurii 1,5-AG jest w większym stopniu wydalany z moczem i jego stężenie w osoczu się zmniejsza. Stężenie 1,5-AG w osoczu jest odwrotnie proporcjonalne do średniej glikemii w okresie 2–14 dni przed badaniem, może też odzwierciedlać wahania glikemii.

Stężenie 1,5-AG może być oznaczane metodą spektrofotometryczną, opartą na reakcji utleniania 1,5-AG przez oksydazę piranozową (glukozową), po wcześniejszym przekształceniu glukozy w glukozo-6-fosforan. Stosuje się również metody chromatograficzne i immunochemiczne.

Jako retrospektywny wskaźnik glikemii 1,5-AG nie powinien być stosowany u pacjentów ze znacznie zmniejszonym przesączaniem kłębuszkowym, chorobami wątroby, zespołem upośledzonego wchłaniania i u kobiet w ciąży.

BADANIA STĘŻENIA LIPIDÓW

Bogdan Solnica

Profil lipidowy to zestaw badań lub wyliczeń, których wyniki pośrednio określają zawartość we krwi głównych lipoprotein. Wykonuje się go w celu wykrywania i monitorowania leczenia dyslipidemii oraz oceny ryzyka sercowo-naczyniowego. Składają się na niego oznaczenia i wyliczenia stężenia w surowicy lub osoczu cholesterolu całkowitego (total cholesterol – TC), cholesterolu lipoprotein o dużej gęstości (high-density lipoprotein cholesterol – HDL), cholesterolu lipoprotein o małej gęstości (low-density lipoprotein cholesterol – LDL), cholesterolu nie-HDL (non-HDL cholesterol) oraz triglicerydów (triglycerides – TG). Ponieważ profil lipidowy powinien informować przede wszystkim o poziomach lipoprotein aterogennych, uwzględnia się w nim także stężenie apolipoproteiny B (apolipoprotein B – apoB) i lipoproteiny (a) [lipoprotein (a) – Lp(a)].

Należy podkreślić, że próbki krwi do badania wskaźników składających się na profil lipidowy nie muszą być pobierane na czczo. Poposiłkowy wzrost stężenia TG jest na tyle niewielki, że nie wpływa istotnie na pozostałe oznaczenia i wyliczenia. W przypadku stwierdzenia w badaniu nie na czczo hipertriglicerydemii > 500 mg/dl (> 5,6 mmol/l) zaleca się jednak rozważenie powtórzenia badania na czczo.

Wszystkie wymienione powyżej oznaczenia lipidów są wykonywane rutynowo w medycznych laboratoriach diagnostycznych za pomocą powszechnie dostępnych metod i aparatury.

Cholesterol całkowity

Metodą referencyjną oznaczania stężenia TC w surowicy lub osoczu pozostaje chemiczna metoda Liebermanna-Burcharda w modyfikacji Abbela.

W medycznych laboratoriach diagnostycznych powszechnie stosuje się różne warianty metody enzymatycznej z wykorzystaniem esterazy cholesterolowej (cholesterol esterase – ChES), oksydazy cholesterolowej (cholesterol oxidase – ChOD) i peroksydazy (peroxidase – POX) katalizującej utlenianie różnorodnych chromogenów przez wyzwalany w drugiej reakcji nadtlenek wodoru:

ChES

estry cholesterolu + H₂O cholesterol + RCOOH

ChOD

cholesterol + O₂ Δ⁴-cholestenon + H₂O₂

POX

chromogen + H₂O₂ barwny produkt + H₂O

Ilość (stężenie) powstającego barwnego produktu jest mierzona spektrofotometrycznie. Oznaczenia wykonywane są przy użyciu automatycznych analizatorów biochemicznych.

Znaczenie diagnostyczne stężenia TC jest niewielkie, ale jego oznaczanie jest niezbędne do wyliczania stężenia cholesterolu LDL i nie-HDL.

Cholesterol HDL

Stężenie cholesterolu HDL w surowicy lub osoczu oznacza się metodami bezpośrednimi (homogennymi), w których przy użyciu różnego rodzaju odczynników cholesterol związany z HDL jest selektywnie udostępniany opisanym powyżej enzymom i bezpośrednio oznaczany, co umożliwia pełną automatyzację procedury analitycznej.

Podobnie jak w przypadku TC, stężenie cholesterolu HDL wykorzystuje się głównie do wyliczania stężenia cholesterolu LDL i nie-HDL. Znaczenie diagnostyczne cholesterolu HDL jest niewielkie.

Cholesterol LDL

Referencyjną analityczną metodą oznaczania cholesterolu LDL jest kwantyfikacja β oparta na wyizolowaniu frakcji LDL poprzez ultrawirowanie lipoprotein osocza i oznaczenie w niej cholesterolu. Bezpośrednia (homogenna) metoda z wykorzystaniem odczynników selektywnie udostępniających cholesterol LDL esterazie lub oksydazie cholesterolowej jest rzadko stosowana.

W codziennej praktyce laboratoriów diagnostycznych stężenie cholesterolu LDL najczęściej oblicza się za pomocą wzoru Friedewalda:

LDL-C = TC – HDL-C –– TG/5 (w mg/dl)

lub

LDL-C = TC – HDL-C – TG/2,2 (w mmol/l)

gdzie: LDL-C – cholesterol LDL, HDL-C – cholesterol HDL, TC – cholesterol całkowity, TG – triglicerydy.

We wzorze założono stały stosunek stężeń TG i cholesterolu lipoprotein o bardzo małej gęstości (very low-density lipoprotein – VLDL) w surowicy lub osoczu. W pewnych stanach ten stosunek się jednak zmienia. Przy stężeniu TG > 200 mg/dl (> 2,3 mmol/l) wynik obliczenia nie jest dokładny. Poza hipertriglicerydemią przyczynami mniejszej dokładności wyliczeń są: otyłość, zespół metaboliczny, cukrzyca typu 2 i małe stężenie cholesterolu LDL w surowicy/osoczu [< 70 mg/dl (< 1,8 mmol/l)]. W tych stanach zaleca się zastąpienie stężenia cholesterolu LDL stężeniem cholesterolu nie-HDL lub apoB.

Modyfikacją wzoru Friedewalda o większej dokładności jest wzór Martina-Hopkins:

LDL-C = TC – HDL-C – TG/x (w mg/dl),

gdzie x – stosunek stężeń TG/VLDL-C wyznaczony na podstawie stężeń TG i cholesterolu nie-HDL; wartości x dostępne w publikowanych tabelach lub kalkulatorach (www.ldlcalculator.com).

Zaproponowany w 2020 r. wzór Sampson, o dobrej dokładności wyliczeń przy stężeniu TG do 800 mg/dl (9,4 mmol/l) oraz przy stężeniu cholesterolu LDL < 70 mg/dl (< 1,8 mmol/l), niedługo powinien być dostępny w diagnostyce laboratoryjnej.

Stężenie cholesterolu LDL jest pośrednią miarą zawartości cząstek LDL w surowicy lub osoczu. Bezpośrednie oznaczanie liczby cząstek LDL (LDL-P) z podziałem na frakcje, głównie metodą spektrometrii rezonansu magnetycznego, nie jest jeszcze stosowane w praktyce klinicznej.

Cholesterol nie-HDL

Cholesterol nie-HDL odzwierciedla zawartość cholesterolu we wszystkich frakcjach lipoprotein zawierających apoB. Jego stężenie oblicza się za pomocą wzoru:

nie-HDL-C = TC – HDL-C

Stężenie cholesterolu nie-HDL, jako wskaźnik zawartości w osoczu lipoprotein aterogennych i uznany czynnik ryzyka sercowo-naczyniowego, powinno być stałym elementem profilu lipidowego, nie tylko wtedy, gdy powinno zastępować wyliczane stężenia cholesterolu LDL.

Apolipoproteina B

Apolipoproteina B (apoB) jest białkowym składnikiem wszystkich lipoprotein z wyjątkiem HDL. Występuje ona w postaci dwóch izoform: apoB100, wytwarzanej w hepatocytach, obecnej w VLDL, lipoproteinach o pośredniej gęstości (intermediate density lipoprotein – IDL), LDL i Lp(a), oraz jej fragmentu – apoB48, wytwarzanej w enterocytach, obecnej w chylomikronach i ich remnantach. W próbkach krwi pobranych na czczo > 90% apoB stanowi apoB100 i prawie wszystkie jej cząsteczki są składnikami LDL. Ponieważ na jedną cząstkę LDL przypada jedna cząsteczka apoB, stężenie tej apolipoproteiny lepiej odzwierciedla zawartość LDL w osoczu niż stężenie cholesterolu LDL. Wyniki wielu badań wskazują także, że apoB jest lepszym markerem ryzyka sercowo-naczyniowego niż cholesterol LDL i nie-HDL.

Stężenie apoB w surowicy lub osoczu oznacza się najczęściej metodami: immunoturbidymetryczną i immunonefelometryczną, za pomocą automatycznych analizatorów.

Cholesterol remnantów

Zawartość bogatych w TG lipoprotein o działaniu aterogennym jest odzwierciedlana przez stężenie w surowicy/osoczu remnantów chylomikronów i remnantów VLDL.

Stężenie remnantów oznacza się różnymi metodami analitycznymi, można też obliczać stężenie zawartego w nich cholesterolu (remn-C) za pomocą wzoru (wykorzystując stężenie cholesterolu LDL oznaczone metodą bezpośrednią):

remn-C = TC – HDL-C – LDL-C

Obecnie stężenia remn-C nie wykorzystuje się w praktyce klinicznej.

Lipoproteina (a)

Cząstki lipoproteiny (a) są podobne do cząstek LDL – zawierają jedną cząsteczkę apoB100 oraz cząsteczkę apolipoproteiny (a) [apo(a)] – glikoproteiny podobnej do plazminogenu, zawierającej w cząsteczce od 2 do > 40 powtórzeń domeny kringlowej IV₂. Genetycznie uwarunkowana liczba tych powtórzeń decyduje o międzyosobniczej zmienności masy cząsteczkowej Lp(a) oraz – w decydującej mierze – o jej stężeniu we krwi. Lipoproteina (a) jest niezależnym od cholesterolu LDL/apoB czynnikiem ryzyka sercowo-naczyniowego.

Stężenie Lp(a) oznacza się zwykle metodami immunochemicznymi – m.in. immunoturbidymetryczną, immunonefelometryczną i immunoenzymatyczną, za pomocą automatycznych analizatorów. Zaleca się wyrażanie wyników w nmol/l.

Triglicerydy

Stężenie TG w surowicy lub osoczu oznacza się metodami enzymatycznymi opartymi na pomiarze ilości glicerolu uwolnionego po hydrolitycznym rozkładzie wiązań estrowych TG. Wolny glicerol powstający w ilościach ekwimolarnych do TG może być przekształcany w różnorodnych reakcjach, np. utleniany przez dehydrogenazę do dihydroksyacetonu, a ilość powstającego w tej reakcji NADH jest mierzona spektrofotometrycznie.

Stężenie TG jest wskaźnikiem zawartości bogatych w nie lipoprotein. Hipertriglicerydemia, niezależnie od jej związku z zapaleniem trzustki, jest uznanym czynnikiem ryzyka sercowo-naczyniowego.

BADANIA ALBUMINURII

Bogdan Solnica

Badanie wydalania albuminy z moczem (albuminuria) oraz stężenia kreatyniny w surowicy/osoczu z wyliczeniem szacowanej wartości przesączania kłębuszkowego (estimated glomerular filtration rate – eGFR) wykonuje się systematycznie w celu wykrycia lub oceny zaawansowania cukrzycowej choroby nerek.

Przed badaniem albuminurii należy wykonać ogólne badanie moczu. Oznaczanie albuminurii w trakcie zakażenia dróg moczowych może dawać wyniki fałszywie dodatnie, a wykonywanie tego badania u pacjenta z jawnym białkomoczem jest bezprzedmiotowe.

Określenie wielkości albuminurii wymaga oznaczenia stężenia albuminy w próbce moczu zebranego w określonym czasie i wyliczenia wydalania albuminy w jednostce czasu (albumin excretion rate – AER), wyrażanego w mg/24 godz. lub μg/min. Na potrzeby tego badania należy wykonać zbiórkę moczu dobową lub nocną z dokładnym odnotowaniem (godzina, minuty) czasu jej rozpoczęcia i zakończenia w celu wyliczenia AER w μg/min. Ze względu na okołodobową zmienność wydalania albuminy (w nocy, w pozycji leżącej albuminuria jest o ok. 30% mniejsza niż w dzień) pomiar AER oparty na dobowej zbiórce moczu jest dokładniejszy.

Innym, dogodniejszym sposobem oceny albuminurii jest wyliczenie stosunku stężenia albuminy do stężenia kreatyniny w moczu (albumin creatinine ratio – ACR) oznaczonych w pojedynczej próbce moczu, optymalnie z pierwszej mikcji rano. W wielu badaniach potwierdzono korelację ACR z AER i oba te sposoby oceny albuminurii uważa się za ekwiwalentne pomimo zależności wydalania kreatyniny od masy mięśniowej. Wskaźnik ACR jest wyrażany w mg albuminy na g kreatyniny (mg/g) lub w mg/mmol.

Wyniki można przeliczać zgodnie ze wzorem:

ACRmg/g = ACRmg/mmol × 8,84

Oznaczenie stężenia albuminy (i kreatyniny) optymalnie należy wykonać w świeżym materiale. Jeśli nie jest to możliwe, próbkę moczu można przechowywać w temperaturze 2–8°C do 7 dni.

Do oznaczania stężenia albuminy w moczu stosuje się metody o granicy oznaczalności 2–10 mg/l, najczęściej immunochemiczne – immunoturbidymetryczne, immunonefelometryczne – i różnorodne metody z użyciem podwójnych przeciwciał.

Drugą grupę stanowią metody chromatograficzne, spośród których za referencyjną jest uznawana chromatografia cieczowa ze spektrometrią mas.

W interpretacji wyników badania albuminurii używa się trzech kategorii służących do rozpoznawania lub wykluczania cukrzycowej choroby nerek (tab. 2.4).

Tabela 2.4. Kategorie albuminurii (wg PTD 2024)

Kategoria albuminurii

ACR (ng/g)

AER (mg/24 godz.)

AER (μg/min)

Prawidłowa lub nieznacznie zwiększona albuminuria (A1)

< 30

< 30

< 20

Umiarkowanie zwiększona albuminuria (A2)

30–299

30–299

20–199

Jawny białkomocz (A3)

≥ 300

≥ 300

≥ 200

ACR (albumin–creatinine ratio) – stosunek albuminy do kreatyniny; AER (albumin excretion rate) – ilość wydalonej albuminy.

OZNACZANIE CIAŁ KETONOWYCH W MOCZU I WE KRWI

Bodgan Solnica

Ciała (związki) ketonowe (kwas β-hydroksymasłowy, kwas acetooctowy, aceton) powstają z produktów β-oksydacji wolnych kwasów tłuszczowych, cząsteczek acetylo-CoA, które w warunkach utrudnionej ich przemiany w cyklu kwasów trikarboksylowych (Krebsa) ulegają połączeniu z wytworzeniem kwasu acetooctowego, który jest redukowany do kwasu β-hydroksymasłowego, a produktem jego dekarboksylacji jest aceton. Tak przebiegająca ketogeneza, dostarczająca substratów energetycznych w postaci związków ketonowych, ulega nasileniu w niedoborze insuliny (zob. rozdz. 14).

W monitorowaniu leczenia cukrzycy oraz w rozpoznawaniu ketozy i cukrzycowej kwasicy ketonowej (CKK) ciała ketonowe oznacza się najczęściej w moczu (ketonuria), rzadziej we krwi. Od lat stosowana półilościowa metoda suchej chemii (testy paskowe) jest oparta na reakcji kwasu acetooctowego z nitroprusydkiem sodu i glicyną w środowisku zasadowym (próba Legala), z powstaniem barwnego produktu (ryc. 2.2).

Oznaczenia tą metodą wykonuje się w moczu, z teoretyczną możliwością takiego oznaczania ciał ketonowych również w rozcieńczonej surowicy/osoczu. Półilościowe testy są dogodne do wykrywania ketonurii w ramach samokontroli. Oznaczenie to wykonywane jest także w panelu chemicznym badania ogólnego badania moczu w laboratoriach, również testami suchej chemii, z automatycznym pomiarem ilości barwnych produktów reakcji. W warunkach fizjologicznych stężenie kwasu acetooctowego w moczu (ok. 1 mg/dl) jest poniżej granicy oznaczalności stosowanych testów wynoszącej ok. 5 mg/l.

Należy podkreślić, że ta metoda (reakcja) nie wykrywa kwasu β-hydroksy-masłowego, dominującej frakcji ciał ketonowych, również w nasilonej ketogenezie i CKK. Brak możliwości oznaczania kwasu β-hydroksymasłowego uniemożliwia używanie badania ketonurii w monitorowaniu leczenia CKK. W trakcie tłumienia ketogenezy (zob. rozdz. 14) zmieniają się stężenia obu kwasów ketonowych w moczu i ich stosunek, co utrudnia interpretację wyników oznaczeń wyłącznie kwasu acetooctowego. O ile badanie ketonurii z tym ograniczeniem jest wystarczające w rozpoznawaniu CKK, o tyle nie zaleca się go w monitorowaniu leczenia tego stanu.

Rycina 2.2. Zmiany barwy pola reakcyjnego pasków testowych przy różnych stężeniach kwasu acetooctowego w moczu i wyrażanie wyników.

Czynnikami zakłócającymi oznaczenia tą metodą są leki zawierające grupy sulfhydrylowe (kaptopryl, penicylamina, mesna i in.), które mogą być przyczyną wyników fałszywie dodatnich, oraz kwas askorbinowy, który może powodować wyniki fałszywie ujemne.

Oba główne związki ketonowe, kwas β-hydroksymasłowy i kwas acetooctowy, mogą być oznaczane ilościowo w surowicy lub osoczu i w moczu metodą enzymatyczną z wykorzystaniem dehydrogenazy kwasu β-hydroksymasłowego i spektrofotometrycznym pomiarem zmian stężenia NADPH.

Oznaczenia te mogą być wykonywane za pomocą szeroko dostępnych w laboratoriach analizatorów i odczynników.

Za pomocą niektórych glukometrów i odrębnych pasków testowych można oznaczać stężenie kwasu β-hydroksymasłowego w pełnej krwi. Wykorzystuje się tu również reakcję utleniania kwasu β-hydroksymasłowego do acetooctowego katalizowanną przez jego dehydrogenazę, przy czym powstający NADH jest utleniany z przekazaniem elektronów za pośrednictwem redukowanego lub utlenianego mediatora na elektrodę. Mierzone natężenie prądu (przepływu elektronów) jest proporcjonalne do stężenia kwasu β-hydroksymasłowego we krwi.

kwas β-hydroksymasłowy + NAD⁺ → kwas acetooctowy + NADH + H⁺ + 2e

mediatorutl + 2e → mediatorzred

mediatorzred → mediatorutl +2e → ELEKTRODA

Takie oznaczenia stężenia kwasu β-hydroksymasłowego we krwi włośniczkowej, żylnej lub tętniczej mogą być wykonywane w ramach samokontroli lub jako badania w miejscu opieki nad pacjentem (point-of-care testing – POCT) i mogą służyc do monitorowania CKK (zob. rozdz. 15).