Autorzy

Katedra Genetyki i Podstaw Hodowli Zwierząt

Wydział Medycyny Weterynaryjnej i Nauk o Zwierzętach

Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu

prof. dr hab. Marek Świtoński, czł. rzecz. PAN, dr h.c.

dr hab. Jakub Cieślak

dr hab. Monika Dragan

prof. dr hab. Dorota Lechniak

dr Mariusz Maćkowski

dr hab. Zofia Madeja

prof. UPP dr hab. Joanna Nowacka-Woszuk

dr hab. Piotr Pawlak

prof. dr hab. Izabela Szczerbal

prof. UPP dr hab. Ewelina Warzych

Projekt okładki i stron tytułowych Lidia Michalak

Ilustracja na okładce Adrian Hernandez (dla Unsplash)

Wydawca Katarzyna Włodarczyk-Gil

Koordynator ds. redakcji Renata Ziółkowska

Redakcja i korekta Agnieszka Janowska

Koordynator produkcji Adam Krajewski

Recenzentka prof. dr hab. Brygida Ślaska

Książka, którą nabyłeś, jest dziełem twórcy i wydawcy. Prosimy, abyś przestrzegał praw, jakie im przysługują. Jej zawartość możesz udostępnić nieodpłatnie osobom bliskim lub osobiście znanym. Ale nie publikuj jej w internecie. Jeśli cytujesz jej fragmenty, nie zmieniaj ich treści i koniecznie zaznacz, czyje to dzieło. A kopiując jej część, rób to jedynie na użytek osobisty.

Szanujmy cudzą własność i prawo

Więcej na www.legalnakultura.pl

Polska Izba Książki

Copyright © by Wydawnictwo Naukowe PWN SA

Warszawa 2023

ISBN: 978-83-01-23235-1

DOI: https://doi.org/10.53271/2023.126

eBook został przygotowany na podstawie wydania papierowego z 2023r. (Wydanie I)

Warszawa 2023

Wydawnictwo Naukowe PWN SA

02-460 Warszawa, ul. Gottlieba Daimlera 2

tel. 22 69 54 321, faks 22 69 54 288

infolinia 801 33 33 88

e-mail: pwn@pwn.com.pl; reklama@pwn.pl

www.pwn.pl

Skład wersji elektronicznej na zlecenie Wydawnictwo Naukowe PWN S.A.:
Michał Latusek

Przedmowa

Dynamiczny rozwój genetyki molekularnej, genomiki i epigenomiki stworzył szerokie możliwości poznawania podłoża molekularnego zmienności cech oraz mutacji odpowiedzialnych za choroby i wady genetyczne zwierząt. Największy postęp odnotowano w przypadku gatunków zwierząt gospodarskich (bydło, świnia i koń) oraz towarzyszących (pies i kot). Efektem prowadzonych badań było opracowanie nowych i bardzo efektywnych metod badawczych, które są obecnie powszechnie wykorzystywane w diagnostyce weterynaryjnej oraz ocenie wartości hodowlanej zwierząt gospodarskich.

Niniejsza książka jest nowym opracowaniem, ale nawiązuje do dwóch wcześniejszych podręczników wydanych przez Wydawnictwo Naukowe PWN – Genetyka zwierząt (2000, 2004) oraz Genetyka i genomika zwierząt (2012) autorstwa Krystyny M. Charon i Marka Świtońskiego. Skupiono się w niej na zagadnieniach z zakresu genetyki weterynaryjnej, w tym: kontroli genetycznej gametogenezy oraz rozwoju zarodkowego i płodowego, przyczynach chorób i wad genetycznych oraz cytogenetycznych i molekularnych metodach wykrywania sprawczych mutacji. Przedstawiono również podstawy genomiki, epigenomiki, onkogenetyki i immunogenetyki, a także genetyki drobnoustrojów. Poruszono także kwestie dotyczące nowoczesnych biotechnologii, takich jak edytowanie genomu zwierząt z wykorzystaniem technologii CRISPR/Cas-9 oraz terapia genowa i komórkowa. Ważną częścią opracowania są rozdziały poświęcone podłożu molekularnemu zmienności umaszczenia i cech produkcyjnych.

Książka jest bogato ilustrowana, a najważniejsze informacje zamieszczono w ramkach. W treści książki nawiązano również do odkryć o kluczowym znaczeniu dla rozwoju genetyki, które zostały wyróżnione Nagrodami Nobla. Na końcu każdego rozdziału dodano wykaz literatury uzupełniającej. Ostatnim rozdziałem książki jest słownik wybranych terminów genetycznych, który w przystępny sposób pomaga czytelnikowi w zrozumieniu omawianych zagadnień.

Nad opracowaniem tej książki pracował 10-osobowy zespół, który tworzą specjaliści od wielu lat zajmujący się zgłębianiem tajników genetyki zwierząt. Książka jest adresowana przede wszystkim do studentów kierunku weterynaria, a także zootechnika, biotechnologia i biologia oraz doktorantów i specjalistów interesujących się genetyką zwierząt.

Marek Świtoński

1

Zarys historii genetyki

Marek Świtoński

Historia genetyki, zaczynając od momentu opublikowania w 1866 roku przez Gregora Mendla pracy naukowej pt. Badania nad mieszańcami roślin (tytuł oryg. Versuche über Pflanzen-Hybriden), liczy niecałe 160 lat. Termin „genetyka” po raz pierwszy został użyty dopiero w 1906 roku, a powiązanie wiedzy o mechanizmach dziedziczenia z zachowaniem chromosomów podczas podziału mejotycznego nastąpiło w pierwszej dekadzie XX wieku, za sprawą badań prowadzonych głównie przez Thomasa Morgana. Osiągnięcie to zostało wyróżnione Nagrodą Nobla w 1933 roku (dyscyplina: fizjologia i medycyna), a sentencja na dyplomie głosiła: for his discoveries concerning the role played by the chromosome in heredity. Warto zauważyć, że pierwszy polski podręcznik akademicki poświęcony genetyce zwierząt – „Zarys genetyki zwierzęcej” (Wydawnictwo Świętego Wojciecha w Poznaniu), autorstwa prof. Zygmunta Moczarskiego i dr. Jerzego Szumana z Uniwersytetu Poznańskiego, ukazał się już w 1927 roku i zawierał aktualną wówczas wiedzę z zakresu genetyki Mendlowskiej i chromosomowej teorii dziedziczenia (ryc. 1.1).

Rycina 1.1. Strona tytułowa pierwszego polskiego podręcznika akademickiego, liczącego 150 stron, na temat genetyki zwierząt

W połowie XX wieku rozpoczął się dynamiczny rozwój genetyki molekularnej, a za jego początek można uznać 1944 rok, kiedy trzech badaczy – Oswald Avery, Colin MacLoed i Maclyn McCarty wykazało kluczową rolę DNA jako nośnika informacji genetycznej. Model strukturalny tego związku zaproponowali James Watson i Francis Crick, w 1953 roku. Osiągnięcie to zostało wyróżnione Nagrodą Nobla (1962 rok), a jej laureatami było trzech badaczy – James Watson, Francis Crick oraz Maurice Wilkins. Sentencja umieszczona na dyplomie przyznającym nagrodę brzmiała: for their discoveries concerning the molecular structure of nucleic acids and its significance for information transfer in living material. Wśród laureatów tej Nagrody nie było zmarłej w 1958 roku Rosalind Franklin, której krystalograficzne badania DNA miały ogromne znaczenie dla poznania budowy cząsteczki DNA. Kolejnym etapem rozwoju genetyki molekularnej było rozszyfrowanie kodu genetycznego, czyli ustalenie, jakie sekwencje 3 nukleotydów (kodonów) zawierają informację dotyczącą wbudowania aminokwasu podczas syntezy łańcucha polipeptydowego (translacji). Prace te prowadzone były przez kilka lat, na przełomie lat 50. i 60. XX wieku, a główną rolę odegrali Marshall W. Nirenberg, Har Gobind Khorana i Robert W. Holley, którzy w 1968 roku także zostali wyróżnieni Nagrodą Nobla – for their interpretation of the genetic code and its function in protein synthesis. Można zatem stwierdzić, że w pierwszej połowie lat 60. XX wieku stworzone zostały podwaliny genetyki molekularnej.

Praktyczne wykorzystywanie osiągnięć genetyki w hodowli zwierząt i weterynarii postępowało stopniowo i podobnie jak w przypadku genetyki człowieka było zależne od postępu wiedzy i dostępności technik badawczych. Począwszy od drugiej połowy XX wieku, na szeroką skalę wprowadzano w hodowli zwierząt statystyczne metody oceny wartości hodowlanej rozpłodników (głównie buhajów i knurów) pod względem cech produkcyjnych o złożonym, poligenowym uwarunkowaniu (np. wydajność mleka, tempo przyrostu masy ciała itp.). W tym okresie wprowadzono również badanie markerów genetycznych (na początku były to grupy krwi) na potrzeby weryfikacji zapisów rodowodowych. Na przełomie lat 60. i 70. zainteresowanie zyskały badania cytogenetyczne, których celem była identyfikacja nosicieli mutacji chromosomowych, głównie tych, które obniżają płodność lub wywołują bezpłodność. Ważnym osiągnięciem z tego zakresu było opracowanie na przełomie lat 70. i 80. XX wieku technik prążkowego barwienia chromosomów do precyzyjnej identyfikacji chromosomów homologicznych, co pozwoliło na opracowanie wzorca kariotypu człowieka, a następnie szeregu gatunków zwierząt. W 1976 roku odbyła się międzynarodowa konferencja, podczas której uzgodniono wzorce kariotypu kilku gatunków zwierząt domowych (m.in. bydła, świni i konia), które opublikowano w 1980 roku w czasopiśmie Hereditas.

W kontekście opisanych powyżej osiągnięć zaskakujące jest to, że dopiero w 1956 roku udało się ostatecznie ustalić diploidalną liczbę chromosomów człowieka (2n = 46). Na znaczenie badań cytogenetycznych w hodowli zwierząt i weterynarii wskazał prof. Ingemar Gustavsson, który w 1969 roku opisał szerokie rozprzestrzenienie fuzji centrycznej (translokacji Robertsona) między chromosomami nr 1 i 29 w szwedzkiej rasie bydła czerwono-białego. Mutacja ta ma niekorzystny, choć niewielki, wpływ na płodność jej nosicieli. Badania te zostały wprowadzone do praktyki hodowlanej w wielu krajach (głównie europejskich) i polegały one na diagnostyce młodych buhajów przed ich zakwalifikowaniem do wykorzystania w stacjach produkcji nasienia na potrzeby inseminacji. Nieco później, podczas V Europejskiej Konferencji Cytogenetycznej Zwierząt Domowych (Gargnano, Włochy, 1982), Ingemar Gustavsson zwrócił uwagę na występowanie dziedzicznych translokacji wzajemnych u świń i ich istotny wpływ na obniżenie liczebności miotu. Referat ten sprawił, że w niektórych krajach (np. Francji, a ostatnio również w Wielkiej Brytanii i Kandzie) uruchomiono system przesiewowych badań cytogenetycznych młodych knurów, przewidzianych do użytkowania w stacjach produkcji nasienia.

Poznanie podstaw genetyki molekularnej stworzyło warunki do rozkwitu inżynierii genetycznej, której dynamiczny rozwój rozpoczął się w latach 70. XX wieku. Opracowanie techniki klonowania molekularnego i rekombinacji molekularnej z wykorzystaniem drobnoustrojów (organizmy prokariotyczne) miało kluczowe znaczenie. Spektakularnymi efektami tego kierunku badawczego stały się tzw. leki rekombinowane, czyli białka terapeutyczne produkowane przez bakterie, do których wprowadzono plazmidy zawierające sekwencje kodujące białka człowieka. Pierwszym przykładem takiego leku była ludzka insulina syntetyzowana przez zmodyfikowane genetycznie pałeczki okrężnicy. Dokonano tego w 1978 roku, a już cztery lata później tak produkowana insulina została dopuszczona do stosowania w leczeniu cukrzycy typu 2 u ludzi. Od tego czasu powstało wiele leków i szczepionek rekombinowanych, w tym takie, które są dedykowane do stosowania w medycynie weterynaryjnej.

Sukcesy inżynierii genetycznej drobnoustrojów stworzyły warunki do rozwoju podobnych badań w odniesieniu do roślin i zwierząt. W hodowli roślin (soja, kukurydza, bawełna itd.) od początku XXI wieku wykorzystywane są na szeroką skalę rośliny GMO (ang. genetically modified organisms), do genomu których wprowadzono np. gen bakteryjny kodujący syntazę EPSPS, która chroni roślinę przed działaniem glifosatu – składnika herbicydów przeciw chwastom jedno- i dwuliściennym. Modyfikacje genomu zwierząt gospodarskich również są podejmowane, choć z mniejszą intensywnością niż w przypadku roślin uprawnych. Badania takie dotyczyły m.in. ulepszenia cech użytkowych, ale mimo zachęcających wyników dotąd do konsumpcji dopuszczono jedynie transgeniczne łososie atlantyckie, do genomu których wprowadzono konstrukt genowy składający się z genu hormonu wzrostu czawycza (morska ryba z rodziny łososiowatych), połączony z sekwencjami regulatorowymi genu kodującego białko przeciwzamarzaniowe węgorzycy amerykańskiej. Podkreślić natomiast należy, że powszechnie stosowana jest technika tzw. nokautu genowego u zwierząt laboratoryjnych, która pozwala na uzyskanie homozygotycznych zwierząt ze względu na uszkodzony eksperymentalnie gen. Technika ta znajduje zastosowanie m.in. w tworzeniu modeli zwierzęcych (głównie myszy) chorób monogenowych człowieka.

Przełomem w poznawaniu molekularnych mechanizmów dziedziczenia było podjęcie badań nad poznaniem genomów, czyli organizacji i funkcjonowania informacji genetycznej danego gatunku. Badania te określane są terminem „genomika”. Ich rozwój był możliwy dzięki opracowaniu nowych technik molekularnych, takich jak amplifikacja fragmentów DNA przy pomocy łańcuchowej reakcji polimerazy – technika PCR, czy sekwencjonowanie DNA. Opracowanie techniki PCR (ang. polymerase chain reaction) oraz sekwencjonowania DNA zostało uhonorowane Nagrodami Nobla w 1980 roku (Walter Gilbert i Frederick Sanger for their contributions concerning the determination of base sequences in nucleic acids) i w 1993 roku (Kary B. Mullis for his invention of the polymerase chain reaction (PCR) method). Pierwszym etapem badań organizacji genomu człowieka i zwierząt domowych było opracowywanie markerowych map genomowych, czyli wskazanie położenia loci anonimowych markerów genetycznych i genów w chromosomach oraz oszacowanie odległości genetycznych (wyrażanych częstością zachodzenia crossing over) między sprzężonymi loci. W latach 90. XX wieku uruchomiono międzynarodowe programy mapowania genomów m.in. świni (1991), bydła (1992), psa (1993) czy konia (1995). Efektem tych zakrojonych na szeroką skalę badań było ustalenie lokalizacji tysięcy markerów DNA, głównie typu sekwencji mikrosatelitarnych (ang. short tandem repeats, STR), rozproszonych w miarę równomiernie we wszystkich chromosomach danego gatunku. Mapy takie stały się narzędziem, które wykorzystywano do poszukiwania genów posiadających znaczący wpływ na zmienność cech poligenowych lub odpowiedzialnych za monogenowe choroby lub wady rozwojowe.

Doniosłym wydarzeniem związanym z rozwojem genomiki było ukazanie się w lutym 2001 roku specjalnych numerów dwóch prestiżowych czasopism – Nature oraz Science – w całości poświęconych wynikom badań sekwencji genomu człowieka. W kolejnych latach ukazały się publikacje dotyczące sekwencji genomowych zwierząt gospodarskich i towarzyszących: psa (2004, 2005), kury (2004), konia (2007), kota (2007), bydła (2009) i świni (2012). Badania te pokazały, że genomy są niezwykle polimorficzne, co oznacza, że występuje w nich wiele (miliony) wariantów sekwencji DNA, a najczęstszym typem polimorfizmu są podstawienia jednonukleotydowe (ang. single nucleotide polymorphism, SNP). Wiedza o ich dokładnej lokalizacji została wykorzystana do opracowania nowego narzędzia molekularnego – mikromacierzy SNP, które zostało szeroko wykorzystywane do tzw. skanowania genomu w celu identyfikacji markerów SNP występujących w pobliżu genów odpowiedzialnych za choroby dziedziczne, podatność na choroby infekcyjne czy zmienność cech (umaszczenie, cechy produkcyjne itp.). Istotnym wzmocnieniem badań sekwencji genomowych stało się opracowanie technik wysokoprzepustowego sekwencjonowania całych genomów (ang. whole genome sequencing, WGS; ang. next generation sequencing, NGS).

Mikromacierze SNP są stosowane od wielu lat do oceny wartości hodowlanej rozpłodników (buhaje, knury itd.), a procedura ta określana jest terminem „selekcja genomowa”. Z kolei identyfikacja mutacji genowych odpowiedzialnych za powstanie chorób dziedzicznych (głównie monogenowych) prowadzona jest przy pomocy obu technik – mikromacierzy SNP i całogenomowego sekwencjonowania (WGS).

Wiedza o wariantach genowych istotnie związanych ze zmiennością cech poligenowych lub odpowiedzialnych za rozwój chorób monogenowych jest dynamicznie poszerzana. Świadczy o tym baza Online Mendelian Inheritance in Animals – OMIA (https://omia.org/home/), która powstała na wzór bazy Online Inheritance in Man – OMIM (https://www.omim.org/), w której zgromadzono dotąd informacje o mutacjach ponad 16 tys. genów odpowiadających głównie za monogenowe choroby dziedziczne człowieka. W bazie OMIA liczba zidentyfikowanych mutacji na poziomie molekularnym jest znacznie mniejsza, ale na tyle obszerna, że wykorzystanie tej wiedzy w praktyce hodowlanej i weterynaryjnej stało się powszechne, o czym świadczy oferta wielu laboratoriów diagnostycznych. Obecnie baza OMIA zawiera informacje o ponad 1500 wariantach DNA odpowiedzialnych głównie za powstanie monogenowych chorób dziedzicznych, wśród których większość ma odpowiedniki w chorobach człowieka. Najwięcej takich mutacji sprawczych zidentyfikowano dotąd u psów, bydła i kotów. Podkreślić należy, że szereg tych wariantów zidentyfikowano dzięki wiedzy o podłożu molekularnym chorób dziedzicznych człowieka.

Na początku lat 90. XX wieku wprowadzono do praktyki hodowlano-weterynaryjnej badania przesiewowe knurów i buhajów przewidzianych do użytkowania w stacjach produkcji nasienia, których celem była identyfikacja zdrowych nosicieli niepożądanych mutacji genowych. Pierwszymi obiektami tych analiz były recesywne mutacje genów RYR1 (świnie, różne rasy ) i CD18 (bydło, rasa holsztyńsko-fryzyjska). Mutacja genu RYR1 odpowiada za gorączkę złośliwą (ang. malignant hyperthermia, MH), podatność na stres i niską jakość tuszy. Z kolei mutacja genu CD18 wywołuje wrodzony niedobór leukocytarnych cząstek adhezyjnych (ang. bovine leukocyte adhesion deficiency, BLAD), który prowadzi do upośledzenia funkcji układu odpornościowego. Wieloletnia selekcja przeciw nosicielom niepożądanych mutacji doprowadziła do niemal całkowitej ich eliminacji.

Porównawcza analiza podłoża chorób dziedzicznych człowieka i zwierząt domowych wykazała, że większość z nich wywołana jest mutacjami tych samych genów (ortologów), czyli mających wspólne pochodzenie ewolucyjne. Oznacza to, że gen, którego mutacje wywołują chorobę genetyczną człowieka, może być uznany za gen kandydujący, czyli taki, którego mutacja może odpowiadać za analogiczną chorobę zwierząt domowych różnych gatunków. Dzięki temu postępy genetyki chorób dziedzicznych człowieka przyczyniają się do identyfikacji podłoża molekularnego dziedzicznych chorób zwierząt. Podobieństwo molekularne chorób monogenowych człowieka i zwierząt stworzyło możliwości wykorzystania zwierząt domowych (np. psa) jako modeli biomedycznych w pracach nad opracowaniem procedur terapii genowej. Jedną z pierwszych takich chorób, dla której testowano terapię genową, jest wrodzona niepostępująca nocna ślepota (ang. congenital stationary night blindness, CSNB) psów rasy briard. Choroba ta ma swój odpowiednik u dzieci – wrodzona ślepota Lebera (ang. Leber congenital amaurosis, LCA). Zarówno u psów, jak i ludzi jest ona wywołana recesywną mutacją genu RPE65. Przeprowadzona na początku XXI wieku skuteczna terapia tej choroby u psów, połączona z wieloletnią oceną jej efektów, przyczyniła się do opracowania terapii genowej dla chorych dzieci, która w 2018 roku została zaakceptowana do stosowania przez amerykańską Agencję Żywności i Leków (ang. Food and Drug Administration, FDA). Ten przykład pokazuje szerokie perspektywy rozwoju tzw. medycyny translacyjnej, której procedury terapeutyczne są opracowane w oparciu o badania podstawowe prowadzone m.in. z wykorzystaniem zwierząt gospodarskich lub towarzyszących.

Opracowanie techniki edycji genomu, głównie opartej na bakteryjnym systemie CRISPR/Cas9, miało bardzo ważne znaczenie w badaniach, których celem było uzyskiwanie modeli zwierzęcych chorób dziedzicznych człowieka. Technika CRISPR/Cas9 pozwala na precyzyjne wprowadzanie zmian w wytypowanej sekwencji nukleotydowej genu lub sekwencji pozagenowej. Przykładem jest edycja genu APC świni, przeprowadzona w 2012 roku, polegająca na wprowadzeniu zmiany jednego nukleotydu w miejscu, które w genie APC człowieka odpowiada za powstanie zespołu rodzinnej polipowatości jelita grubego (ang. familial adenomatous polyposis, FAP). W ten sposób utworzono model do badań nad nowymi terapiami tej rzadkiej choroby człowieka. O przełomowym znaczeniu technik edycji genomu świadczy fakt, że w 2020 roku główne autorki tego odkrycia, Emmanuelle Charpentier i Jennifer Doudna, zostały uhonorowane Nagrodą Nobla for the development of a method for genome editing.

Rozwój genetyki w Polsce, w minionych 60 latach, jest związany z powstaniem Polskiego Towarzystwa Genetycznego (PTG, http://ptgen.pl/) w 1963 roku oraz Polskiego Towarzystwa Genetyki Człowieka (PTGC, https://ptgc.pl/) w 1993 roku. Towarzystwa organizują m.in. cykliczne kongresy i sympozja naukowe. Bardzo ważnym wydarzeniem było powołanie w 1960 roku, z inicjatywy prof. Stefana Barbackiego, pierwszego polskiego czasopisma poświęconego genetyce – Genetica Polonica, którego właścicielem jest Instytut Genetyki Roślin PAN w Poznaniu. W czasopiśmie publikowane są prace naukowe z zakresu genetyki człowieka, zwierząt, roślin i mikroorganizmów. W 1995 roku zmieniono tytuł czasopisma na Journal of Applied Genetics (https://www.springer.com/journal/13353). Czasopismo jest od wielu lat uwzględnione w prestiżowych międzynarodowych bazach bibliograficznych, takich jak: Web of Science (w tym Journal Citation Reports) i Scopus.

Rycina 1.2. Okładka czasopisma Journal of Applied Genetics

Współczesna medycyna weterynaryjna i hodowla zwierząt wykorzystują na szeroką skalę najnowsze osiągnięcia genetyki molekularnej, cytogenetyki i genomiki. Celem niniejszego podręcznika jest prezentacja aktualnej wiedzy z tych zakresów oraz możliwości jej praktycznego wykorzystania w medycynie weterynaryjnej i translacyjnej oraz selekcji zwierząt. Podręcznik jest adresowany do studentów interesujących się genetyką zwierząt gospodarskich (przede wszystkim bydło, świnia i koń) i towarzyszących (pies i kot), w szczególności kierunku weterynaria, a także kierunków zootechnika, biotechnologia i biologia.

Literatura uzupełniająca

Gayon J. (2016). From Mendel to epigenetics: History of genetics. Comptes Rendus Biologies 339 (7–8): 225–230.

2

Podstawy genetyki ogólnej

Marek Świtoński, Dorota Lechniak

2.1. Wprowadzenie

Początek genetyki związany jest z pracą Gregora Mendla, opublikowaną w 1866 roku, w której opisano dziedziczenie niektórych cech grochu. Wyniki tych badań nie zostały jednak docenione przez ówczesnych biologów. Dopiero początek XX wieku przyniósł przełom, który zapoczątkował dynamiczny rozwój genetyki. Została sformułowana chromosomowa teoria dziedziczności. Wprowadzono pojęcia „gen”, „locus”, „genotyp”, „sprzężenie z płcią”. Poznano mechanizmy dotyczące zmian w strukturze puli genowej w populacjach. Dokonania te stały się punktem wyjścia do praktycznego wykorzystania osiągnięć genetyki w hodowli roślin i zwierząt. W hodowli zwierząt wiedzę z zakresu genetyki zaczęto wykorzystywać do oceny wartości hodowlanej oraz efektów selekcji cech zależnych od wielu genów oraz czynników środowiskowych.

Podkreślić należy, że podstawy genetyki ogólnej powstawały na bazie badań modelowych organizmów eukariotycznych (np. groch, muszka owocowa), czyli takich, które posiadają jądra komórkowe i nukleoproteinowe chromosomy. Z kolei badania genetyczne wirusów oraz organizmów prokariotycznych (np. bakterie), które nie posiadają jądra komórkowego, zaczęły się rozwijać dopiero w połowie XX wieku.

Poznanie molekularnych podstaw dziedziczenia, co miało miejsce w drugiej połowie XX wieku, w tym ustalenie roli i budowy DNA oraz rozszyfrowanie kodu genetycznego, zapoczątkowało genetykę molekularną, inżynierię genetyczną, a później powstanie interdyscyplinarnej genomiki. Osiągnięcia z tego zakresu znalazły szerokie zastosowanie m.in. w medycynie człowieka, medycynie weterynaryjnej i hodowli zwierząt.

Pełne zrozumienie osiągniętego postępu genetyki i genomiki oraz zakresu ich wykorzystania w praktyce medycznej i hodowlanej wymaga znajomości podstawowych pojęć i procesów związanych m.in. z dziedziczeniem, sposobami współdziałania genów w powstawaniu fenotypu, powstawaniem zmian w materiale genetycznym (mutacje), przebiegiem podziałów jądra komórkowego, zmian zachodzących w puli genowej populacji itd. Zagadnienia te mieszczą się w obszarze genetyki ogólnej (klasycznej), które są zaprezentowane w niniejszym rozdziale.

2.2. Gen, genotyp, prawa Mendla

Gregor Mendel analizował dziedziczenie niektórych cech grochu, który jest rośliną samopylną, przez mieszańce uzyskane z krzyżowania roślin różniących się wyglądem (fenotypem). Wśród analizowanych cech były takie, które obecnie możemy uznać za monogenowe, czyli kontrolowane przez jeden gen. Zaliczyć do nich można m.in.: barwę kwiatów (biała lub czerwona), barwę nasion (żółta lub zielona) czy powierzchnię nasion (gładka lub pomarszczona).

Krzyżując rośliny o różnym fenotypie, G. Mendel uzyskał pokolenie potomne (F1) o jednolitym fenotypie, ale krzyżowanie między sobą mieszańców F1 doprowadziło do pojawiania się form wyjściowych (rodzicielskich) w pokoleniu F2. Przykładowo efektem skrzyżowania roślin o czerwonych kwiatach z roślinami posiadającymi białe kwiaty było jednolite pokolenie potomne (F1) z kwiatami czerwonymi. Natomiast efektem krzyżowania między sobą mieszańców F1 było pokolenie F2, w którym były obecne dwa fenotypy rodzicielskie (rośliny z czerwonymi lub białymi kwiatami). Skrupulatna analiza liczby roślin o różnym fenotypie w pokoleniu F2 wykazała, że roślin o kwiatach czerwonych jest trzy razy więcej niż o kwiatach białych. Wynik ten został zinterpretowany w taki sposób, że każda roślina posiada pary czynników dziedzicznych (od 1909 roku nazywanych genami) – jeden pochodzący z gamety męskiej, a drugi z gamety żeńskiej. Taki układ par czynników dziedzicznych (obecnie nazywanych allelami) nazywany jest genotypem. Ponadto przyjęto, że wariant czerwonej barwy dominuje nad wariantem białej. Ponieważ groch jest rośliną samopylną, to rośliny tak się rozmnażające mają w parach genów dwa takie same warianty (allele) – przykładowo AA u roślin z czerwonymi kwiatami oraz aa w przypadku białych kwiatów. Układ dwóch identycznych wariantów (alleli) określany jest terminem „homozygota” (układ homozygotyczny). W pokoleniu potomnym (F1), pochodzącym ze skrzyżowania roślin o kwiatach czerwonych z roślinami o kwiatach białych występuje tylko układ Aa (czerwone kwiaty), który określany jest terminem „heterozygota” (układ heterozygotyczny). Z kolei krzyżowanie między sobą roślin pokolenia F1 (Aa) daje w pokoleniu F2 trzy możliwe genotypy, ale tylko dwa fenotypy: AA (czerwone kwiaty), 2 × Aa (czerwone kwiaty) oraz aa (białe kwiaty). Wynika z tego, że segregacja fenotypów nie jest taka sama jak segregacja genotypów w pokoleniu F2 (ryc. 2.1).

Rycina 2.1. Segregacja fenotypów i genotypów na przykładzie barwy kwiatu grochu

Badania G. Mendla wykazały, że informacja genetyczna ma charakter jednostkowy (geny) i jest przekazywana za pośrednictwem gamet do następnego pokolenia w taki sposób, że każdy z rodziców przekazuje potomstwu jeden z dwóch wariantów (alleli). Główne wnioski dotyczące dziedziczenia zawarte zostały w trzech prawach: (1) czystości gamet, czyli segregacji alleli danego genu do gamet, (2) niezależnego dziedziczenia alleli różnych genów i (3) dominacji.

Uniwersalne znaczenie ma prawo „czystości gamet”, zazwyczaj określane jako I prawo dziedziczenia (I prawo Mendla), które głosi, że gameta zawiera po jednym wariancie z każdej pary alleli, co oznacza, że obecność jednego wariantu genu w gamecie wyklucza obecność drugiego wariantu (ryc. 2.1). Mechanizmem odpowiedzialnym za ten proces jest podział mejotyczny, podczas którego dochodzi do segregacji chromosomów homologicznych w anafazie I. Efektem tego procesu jest obecność haploidalnej liczby chromosomów w gamecie.

Prawo niezależnego dziedziczenia (II prawo Mendla) odnosi się do sposobu segregacji alleli różnych genów. Na podstawie analizy dziedziczenia niektórych cech grochu G. Mendel zaproponował regułę zakładającą, że cechy (geny je warunkujące) dziedziczą się niezależnie od siebie. Reguła ta nie ma jednak uniwersalnego zastosowania, a jego ograniczeniem jest zjawisko sprzężenia genów wynikające z położenia loci genów w tym samym chromosomie.

Trzecia reguła zaproponowana przez G. Mendla odnosiła się do zjawiska dominacji i polegała na stwierdzeniu, że jeśli w wyniku krzyżowania roślin grochu (gatunek samopylny) o przeciwstawnych fenotypach w pokoleniu potomnym (F1) wystąpią tylko rośliny reprezentujące jeden z fenotypów rodziców, to fenotyp ten jest dominujący, natomiast drugi z fenotypów jest recesywny.

Warto podkreślić, że kiedy G. Mendel formułował prawa dziedziczenia, to nie wiedziano, że istnieją chromosomy i podziały jądra komórkowego. Termin „gen” został wprowadzony dopiero na początku XX wieku, podczas gdy Mendel używał terminu „czynnik dziedziczności”. Chromosomy i podziały jądra komórkowego zostały opisane ponad 20 lat po opublikowaniu wyników badań G. Mendla, a powiązanie procesu segregacji genów (I i II prawo dziedziczenia) z przebiegiem mejozy nastąpiło ok. 40 lat później, kiedy powstała na początku XX wieku chromosomowa teoria dziedziczenia.

Gen to podstawowa jednostka dziedziczności, która może zawierać informację o łańcuchu polipeptydowym lub niekodującej cząsteczce RNA (ang. non-coding RNA, ncRNA). Geny mają stałe położenia (locus, w liczbie mnogiej loci) w chromosomach lub w cząsteczce mitochondrialnego DNA (mtDNA). Ponieważ w sekwencji DNA stanowiącej gen mogą zachodzić zmiany (mutacje), to w efekcie powstają różne warianty genu, czyli allele. Występowanie w populacji wielu wariantów danego genu tworzy tzw. serię alleli wielokrotnych. W genotypach różnych osobników występują jedynie pary alleli, w układzie homo- lub heterozygotycznym. Wyjątkiem są geny położone w chromosomach płci (X oraz Y u ssaków czy Z oraz W u ptaków).

• Podstawy genetyki stworzył Gregor Mendel, który wykazał, że informacja dziedziczna ma charakter jednostkowy.

• Spośród trzech reguł dziedziczenia sformułowanych przez G. Mendla główne i uniwersalne znaczenie ma prawo „czystości gamet” wskazujące, że gameta zawiera po jednym wariancie (allela) genu z każdej pary wariantów (alleli) występujących w genotypie danego osobnika.

• Prawo niezależnego dziedziczenia nie dotyczy genów sprzężonych, czyli takich, których loci są położone w tym samym chromosomie.

W genotypie samców ssaków obecny jest tylko jeden chromosom X, czyli obecny jest tylko jeden allel dla każdego locus (układ hemizygotyczny). Podobna sytuacja jest u samic ptaków, które mają dwa różne chromosomy płci – Z oraz W.

2.3. Współdziałanie alleli

Geny położone w autosomach są reprezentowane w genotypie przez pary alleli, w których jeden pochodzi od matki, a drugi od ojca. Allele te współdziałają w kształtowaniu fenotypu. Wyróżnia się kilka podstawowych form takiego współdziałania:

• dominacja,

• niepełna dominacja,

• kodominacja,

• naddominacja,

• biegunowa naddominacja.

Geny położone w chromosomie X są określane jako sprzężone z płcią, zatem pary alleli, między którymi może mieć miejsce współdziałanie, występują u osobników żeńskich z racji obecności dwóch chromosomów X. W przypadku płci męskiej pary alleli występują tylko w regionie pseudoautosomalnym (PAR). Specyficzna jest forma dziedziczenia genów zlokalizowanych w cząsteczkach mitochondrialnego DNA (mtDNA), która polega na przekazywaniu do potomstwa tylko cząsteczek mtDNA pochodzących od matki.

Dominacja polega na fenotypowym ujawnieniu się danego allela (A) zarówno w układzie homo- (AA), jak i heterozygotycznym (Aa). Z kolei allel recesywny (a) ujawnia się fenotypowo wyłącznie u osobników z genotypem recesywnym (aa). Ten typ współdziałania jest szczególnie istotny przy rozpatrywaniu problemu chorób monogenowych. W większości wypadków choroby te są spowodowane przez recesywne allele, które kodują nieprawidłowe białko lub odpowiadają za zaburzenie ekspresji, jeśli mutacja wystąpiła w regionie regulatorowym tego genu.

W przypadku mutacji recesywnych odpowiedzialnych za dziedziczne chorób monogenowych istotnym problemem jest kwestia rozróżnienia osobników zdrowych wolnych od mutacji (AA) od tych, którzy są nosicielami mutacji (Aa). Sytuacja ta jest szczególnie poważna, gdy cenny samiec jest niezdiagnozowanym nosicielem takiej mutacji i jest intensywnie wykorzystywany w reprodukcji (np. w sztucznej inseminacji). Prowadzi to do szerokiego rozprzestrzenienia mutacji w populacji, 50% jego potomków dziedziczy bowiem zmutowany allel. Zapobiegnięcie takiej sytuacji możliwe jest przez identyfikację mutacji na poziomie molekularnym, co pozwala ustalić genotyp badanych zwierząt i identyfikację zdrowych nosicieli. Procedura taka od wielu lat jest stosowana przede wszystkim w odniesieniu do rozpłodników (np. buhajów, knurów) użytkowanych w stacjach produkcji nasienia na potrzeby sztucznej inseminacji. Rozwój genetyki molekularnej zaowocował identyfikacją wielu mutacji odpowiedzialnych za choroby monogenowe, także w innych gatunkach (pies, kot, koń). Dzięki temu diagnostyka genetyczna jest coraz szerzej stosowana nie tylko w hodowli zwierząt, lecz także w medycynie weterynaryjnej.

Niepełna dominacja (dziedziczenie pośrednie) jest taką formą współdziałania, w której dwa allele ujawniają się u osobników heterozygotycznych w postaci fenotypu, który jest pośredni względem dwóch alternatywnych genotypów homozygotycznych. Takie współdziałanie pozwala na odróżnienie, w oparciu o fenotyp osobników heterozygotycznych, od dwóch alternatywnych homozygot. Przykładem może być umaszczenie dereszowate (ang. roan) bydła rasy shorthorn, które jest kontrolowane przez gen, który ma dwa allele – jeden jest odpowiedzialny za umaszczenie czerwone (R1), a drugi za białe (R2). Zwierzęta homozygotyczne mają umaszczenie czerwone (R1R1) lub białe (R2R2), natomiast heterozygoty (R1R2) mają zarówno włosy o czerwonej, jak i białej barwie, co daje efekt dereszowatości. Dereszowate umaszczenie występuje również w innych gatunkach zwierząt (np. koń i pies). Należy jednak podkreślić, że uwarunkowanie genetyczne umaszczenia zwierząt zależy od większej liczby genów i dlatego jest zaliczane do cech oligogenowych. Zagadnieniu temu poświęcony jest osobny rozdział (patrz rozdz. 9).

Kodominacja przypomina niepełną dominację i polega na pojawieniu się produktów dwóch alternatywnych alleli w układzie heterozygotycznym. Taka sytuacja występuje w przypadku alleli genu kodującego kappa-kazeinę w mleku krów. Wyróżnia się dwa podstawowe warianty tego genu: CSNA oraz CSNB. Allele te kodują dwie formy białka (A oraz B), które można rozróżnić przy pomocy elektroforezy (rozdział w stałym polu elektrycznym). Warte odnotowania jest również i to, że warianty te różnią się m.in. przydatnością mleka w procesie produkcji serów (korzystniejszy jest wariant B). Podobnie jak w przypadku niepełnej dominacji, także w tym przypadku na podstawie fenotypu można ustalić genotyp zwierząt.

Naddominacja jest współdziałaniem wyrażającym się lepszym efektem fenotypowym w przypadku heterozygot niż alternatywnych homozygot. Przyjmuje się, że ta forma współdziałania tłumaczy zjawisko heterozji, inaczej większego wigoru lub produktywności, mieszańców pochodzących po skrzyżowaniu zwierząt wywodzących się z ustabilizowanych genetycznie ras lub linii, czyli posiadających wyższy poziom homozygotyczności w genomie. Zauważyć jednak należy, że efekt heterozji zazwyczaj odnoszony jest do cech o złożonym (poligenowym) uwarunkowaniu.

Ciekawym przykładem naddominacji jest anemia sierpowata, która powszechnie występuje u osób pochodzących z Afryki, głównie środkowo-zachodniej. Choroba ta jest spowodowana mutacją genu kodującego łańcuch beta-hemoglobiny, która wywołuje zmianę kształtu krwinek czerwonych (erytrocytów). Zmutowany allel (h) odpowiada za pojawienie się nieprawidłowej hemoglobiny (HbS), która ma mniejsze powinowactwo do tlenu, w porównaniu z hemoglobiną prawidłową (HbA), która jest kodowana przez allel prawidłowy (H). Anemia sierpowata rozwija się u homozygot (hh), których krwinki są silnie zniekształcone, bo zawierają nieprawidłową hemoglobinę HbS. Z kolei u osobników heterozygotycznych (Hh) występują również sierpowate erytrocyty, ale zawierają one zarówno hemoglobinę HbA (ok. 60%), jak i HbS (ok. 40%). U takich osobników nie występują kliniczne objawy anemii i pacjenci określani są jako posiadający cechę krwinek sierpowatych. Z drugiej strony układ heterozygotyczny wykazuje korzystny efekt polegający na utrudnieniu zarodźcom malarii wniknięcia do erytrocytów, co chroni przed rozwojem poważnej choroby pasożytniczej, jaką jest malaria. Efekt ochronny jest klasyfikowany jako naddominacja, bo występuje tylko u osobników heterozygotycznych. Dodać jednak należy, że pomiędzy allelami H oraz h zachodzi kodominacja w zakresie powstawania hemoglobiny, ponieważ u heterozygot występuje zarówno hemoglobina HbA, jak i HbS. Jest to zatem ciekawy przypadek współistnienia dwóch typów współdziałania w obrębie pary alleli, która odpowiada z jednej strony za chorobę (anemię sierpową), a z drugiej strony za oporność skierowaną przeciw zarodźcom malarii.

Biegunowa naddominacja jest rzadko opisywanym typem współdziałania w obrębie pary alleli, który polega na wystąpieniu korzystniejszego fenotypu u heterozygot ze ściśle określonym pochodzeniem alleli od rodziców. Dobrze poznanym przykładem takiego współdziałania jest cecha silnego rozwoju mięśni szkieletowych zadu (hipertrofia mięśniowa) owiec, określana terminem callipyge. Cecha umięśnienia ma charakter poligenowy, ale locus CLPG ma bardzo silny wpływ na zmienność tej cechy. Co ciekawe, mutacja odpowiedzialna za obecność dwóch kluczowych wariantów tego locus (CPLGA oraz CLPGG) występuje w regionie międzygenowym. Hipertrofia mięśniowa występuje jedynie u zwierząt heterozygotycznych (CPLGA/CLPGG), przy obecności wariantu odpowiedzialnego za hipertrofię (CLPGG), który pochodzi od ojca. Zatem określenie „polarna naddominacja” wskazuje, że nie każdy genotyp heterozygotyczny warunkuje korzystny fenotyp (patrz rozdz. 10).

Geny mitochondrialne podlegają nietypowemu dziedziczeniu. Cząsteczka mitochondrialnego DNA (mtDNA) ssaków zawiera niewiele genów (37), ale liczba mitochondriów i cząsteczek mtDNA w komórce jest bardzo zmienna. Przykładowo liczba mtDNA w plemnikach jest mniejsza niż 100, a w oocytach II rzędu jest rzędu setek tysięcy. Podczas zapłodnienia mitochondria plemników wraz z mtDNA wnikają do wnętrza oocytu, ale podlegają tam szybkiej degradacji. W efekcie w rozwijającym się zarodku pozostaje tylko mtDNA pochodzące od matki. Oznacza to, że ojcowskie mtDNA nie jest dziedziczone, a matczyne mtDNA jest dziedziczone przez potomków obu płci.

Plejotropia jest zjawiskiem polegającym na wpływie jednej pary alleli na więcej cech. Wyróżniane są dwie formy plejotropii – prawdziwa i rzekoma. Plejotropia prawdziwa polega na udziale białka lub niekodującej cząsteczki RNA kodowanego przez dany gen w różnych procesach zachodzących w komórce, co manifestuje się efektem fenotypowym dotyczącym różnych cech. Przykładem takiego oddziaływania jest gen kodujący platynowe umaszczenie lisów pospolitych. Umaszczenie to dziedziczy się zgodnie z modelem niepełnej dominacji. Allel nie w pełni dominujący (P) odpowiada za platynowe umaszczenie w układzie heterozygotycznym (Pp), natomiast układ homozygotyczny (PP) jest letalny. Inny przykład dotyczy albinotycznych norek Hedlund. Umaszczenie albinotyczne zależy od allela recesywnego (h). Homozygotyczne norki (hh) są albinotyczne, ale pojawia się u nich również głuchota.

Plejotropia rzekoma występuje w sytuacji, gdy gen odpowiadający za jakąś cechę (np. szurpatość – nieprawidłowe upierzenie kur) sprawia, że obserwowany jest efekt dotyczący innej cechy, który nie wynika jednak z bezpośredniego działania produktu takiego genu. Wspomniana powyżej szurpatość zaburza izolację termiczną organizmu i przez to wpływa na tempo przemiany materii związanej z utrzymaniem stałej temperatury ciała.

2.4. Rodowód

Nieodłącznym etapem analizy modelu dziedziczenia cechy (choroby) jest zbudowanie rodowodu, czyli usystematyzowanego wykazu przodków osobnika, u którego wystąpiła dana cecha czy choroba. Rodowody są budowane na dwa zasadnicze sposoby – tabelaryczny i graficzny (strukturalny), z tym jednak że ten drugi jest częściej wykorzystywany w analizie genetycznej. Istotą rodowodu strukturalnego jest uwidocznienie wspólnych przodków.

Analiza rodowodu jest szczególnie przydatna w odniesieniu do dziedziczenia monogenowego. Przykładowe rodowody w rodzinie, w której wystąpiła choroba monogenowa, są przedstawione na rycinie 2.2. Pokazano trzy modele dziedziczenia choroby: autosomalny, recesywny (ryc. 2.2A); recesywny, sprzężony z płcią (ryc. 2.2B) oraz mitochondrialny (ryc. 2.2C).

A

B

C

Rycina 2.2. Schemat dziedziczenia choroby monogenowej, która jest spowodowana: (A) recesywną mutacją autosomalną, (B) recesywną mutacją sprzężoną z płcią i (C) mutacją w mitochondrialnym DNA – potomkowie obu płci dziedziczą zmutowane mtDNA tylko od chorej matki

• Poznanie sposobu współdziałania w obrębie pary alleli jest punktem wyjścia do ustalenia podłoża molekularnego zmienności cech lub chorób monogenowych.

• Ważnym etapem prac, których celem jest ustalenie modelu dziedziczenia monogenowej choroby lub wady wrodzonej, jest analiza rodowodu osobników chorych lub obciążonych wadą.

• Większość dziedzicznych chorób monogenowych jest spowodowana mutacjami recesywnymi.

2.5. Współdziałanie genów z różnych loci

W genomie ssaków występuje ok. 20 tys. genów kodujących białka. Interakcja między genami z różnych loci odgrywa ważną rolę w kształtowaniu wielu cech oraz chorób. Należy również podkreślić, że obok współdziałania w obrębie pary alleli (współdziałanie alleliczne) oraz współdziałania genów z różnych loci (współdziałanie niealleliczne) w przypadku niektórych cech istotne znaczenie ma również działanie czynników pozagenetycznych (środowiskowych). Opisano kilka rodzajów współdziałania nieallelicznego.

Komplementarność (dopełnianie się genów) polega na kształtowaniu cechy poprzez współdziałanie alleli z dwóch loci zlokalizowanych zwykle w różnych chromosomach (dziedziczenie niezależne). Przykładem ze świata zwierząt jest dziedziczenie kształtu grzebienia kur, natomiast u roślin jest to dziedziczenie czerwonego koloru kwiatów groszku pachnącego (Lathyrus odoratus). Kształt grzebienia kur jest wynikiem dopełniającego się działania alleli z loci R (R, r) oraz P (P, p). Poszczególne allele determinują następujące kształty grzebienia: R – różyczkowy, r – pojedynczy, P – groszkowy oraz p – pojedynczy. Ostateczny kształt grzebienia zależy od genotypu w obu loci. Osobniki z grzebieniem pojedynczym są homozygotami w obu loci (rrpp). Natomiast do ujawnienia się grzebienia różyczkowego konieczna jest obecność allela R, przy jednoczesnym układzie homozygotycznie recesywnym w drugim locus (pp). Grzebień groszkowy występuje przy obecności co najmniej jednego allela dominującego – P oraz układu homozygotycznego w drugim locus (rr). Czwarty fenotyp (grzebień orzeszkowy) jest efektem komplementarnego działania alleli dominujących z obu loci, czyli obecności w genotypie co najmniej jednego allela P i jednego allela R.

Epistaza to kształtowanie cechy przez geny z różnych loci przez modyfikację ekspresji jednego z nich. Gen wpływający na ujawnienie się cechy determinowanej przez gen nadrzędny nosi nazwę epistatycznego, natomiast gen ulegający jego wpływowi to gen hipostatyczny. Epistaza może dotyczyć większej liczby loci. Efekt epistatyczny mogą posiadać zarówno allele dominujące, jak i recesywne. Wyróżnia się kilka typów epistazy, m.in.: dominującą, czyli epistatyczny gen dominujący maskuje gen hipostatyczny (dominujący lub recesywny), recesywną – epistatyczny gen recesywny maskuje w układzie homozygotycznym dominujący gen hipostatyczny, oraz dominująco-recesywną, w której allel dominujący w jednym locus i układ homozygotycznie recesywny w drugim locus dają ten sam efekt fenotypowy.

Przykładem epistazy dominującej jest dziedziczenie białego umaszczenia nutrii. Cecha ta uwarunkowana jest przez locus H (epistatyczny jest allel H) oraz locus C (allel C odpowiada za pełną barwę). Alell H maskuje ekspresję genów barwy z locus C. Należy zaznaczyć, że homozygota dominująca w locus H ma efekt letalny (_ _HH). W potomstwie pochodzącym z kojarzenia osobników albinotycznych (cchh) i białych (CCHh lub CcHh) pojawiają się osobniki barwne (C_hh) oraz białe. Grupa osobników białych obejmuje zarówno albinosy (cchh), jak i osobniki białe posiadające w genotypie epistatyczny allel H (CcHh, ccHh). Odróżnienie albinosów od zwierząt o umaszczeniu białym możliwe jest wyłącznie po zabarwieniu oczu, które u albinosów są czerwone.

Umaszczenie psów rasy labrador jest warunkowane przez epistazę recesywną. W rasie tej wyróżnia się trzy umaszczenia (czarne, czekoladowe i biszkoptowe), które są kontrolowane przez epistatyczny locus E (dominujący allel E odpowiada za syntezę pigmentu, natomiast allel recesywny e blokuje jego syntezę) oraz hipostatyczny locus B (dominujący allel B warunkuje pojawienie się czarnego pigmentu, natomiast pigment brązowy zależy od allela recesywnego b). Umaszczenie czarne pojawia się przy obecności co najmniej jednego allela E oraz B, natomiast umaszczenie czekoladowe wymaga obecności co najmniej jednego allela E oraz układu homozygotycznie recesywnego w drugim locus (bb). Efekt epistatyczny wywołuje układ homozygotycznie recesywny w locus E (ee), który blokuje ujawnienie się alleli z locus B i w efekcie pojawia się trzeci fenotyp – umaszczenie biszkoptowe. Na schemacie przedstawiony jest efekt kojarzenia dwóch osobników o umaszczeniu czarnym, które są podwójnie heterozygotyczne (ryc. 2.3). W pokoleniu potomnym segregacja fenotypów jest następująca – 9 (czarne) : 4 (biszkoptowe) : 3 (czekoladowe).

Rycina 2.3. Epistaza recesywna. Segregacja umaszczeń labradorów w potomstwie rodziców o czarnym umaszczeniu oraz genotypie podwójnie heterozygotycznym (BbEe × BbEe). B – allel czarnego pigmentu, b – allel brązowego pigmentu, E – allel syntezy pigmentu, e – epistatyczny allel blokujący syntezę pigmentu. Trzy możliwe umaszczenia: czarne, czekoladowe i biszkoptowe

Przykładem epistazy dominująco-recesywnej jest dziedziczenie barwy piór przez kury niektórych ras (np. wyandotte). Geny z locus C warunkują wytwarzanie pigmentu (melaniny), przy czym allel C odpowiada za ciemną barwę, natomiast allel c za białe upierzenie. Ekspresja allela C jest blokowana przez dominujący allel I (tzw. inhibitor) z drugiej pary alleli. Oznacza to, że kury z allelem C (w układzie homo- lub heterozygotycznym) mają białe upierzenie, jeśli w ich genotypie jest allel I (w układzie homo- lub heterozygotycznym). Białe upierzenie jest zatem wynikiem epistatycznego działania dominującego allela I, a także genotypu podwójnie homozygotycznego – ccii (ryc. 2.4).

Rycina 2.4. Epistaza dominacyjno-recesywna. Dziedziczenie barwy piór u kur rasy wyandotte w wyniku kojarzenia podwójnych heterozygot (CcIi × CcIi). Locus C (synteza pigmentu, locus hipostatyczny): C – allel barwnego upierzenia, c – allel białego upierzenia; locus I (inhibitor syntezy pigmentu, locus epistatyczny): I – inhibicja syntezy pigmentu, i – brak inhibicji

Dziedziczenie sumujące (addytywne, kumulatywne) jest formą współdziałania wielu genów (dziedziczenie poligenowe) z różnych loci w kształtowaniu fenotypu. Dotyczy ona przede wszystkim cech ilościowych (np. wydajność mleka, procentowa zawartość tłuszczu w mleku, przyrost masy ciała, wysokość w kłębie, liczba prosiąt w miocie itd.) oraz szeregu chorób (np. cukrzyca typu 2, otyłość itp.) lub wad wrodzonych (np. dysplazja stawu biodrowego, wnętrostwo itp.). Liczba genów odpowiadających za taką cechę/chorobę/wadę jest nieznana i dlatego przyjęto założenie, że współdziałające geny addytywne mają dwa allele – neutralny i pozytywny (wywierający wpływ) na fenotyp cechy. Fenotyp powstaje w wyniku sumowania się efektów pozytywnych, zarówno w obrębie pary alleli, jak i pomiędzy allelami z różnych loci. Jeśli założy się, że geny z indeksem dolnym ₁ są neutralne, a geny z indeksem dolnym ₂ mają znaczący i identyczny efekt niezależnie od tego, w którym locus występują, to fenotyp osobników o poniższych genotypach (wszystkie osobniki posiadają w swoim genotypie po cztery geny z indeksem dolnym ₁ oraz po cztery geny z indeksem dolnym ₂) uznawany jest za taki sam:

A₁A₁B₁B₂C₂C₂D₁D₂ = A₁A₂B₁B₂C₁C₂ D₁D₂ = A₂A₂B₂B₂C₁C₁D₁D₁

Ten model dziedziczenia oparty jest na obserwowanym w populacjach rozkładzie zmienności fenotypowej tak uwarunkowanych cech, który przypomina krzywą Gaussa (krzywa rozkładu normalnego), gdzie wartość maksymalna funkcji osiągana jest dla wartości średniej. Przekładając to na zmienność genotypów w loci sumujących, można przyjąć, że najwięcej osobników w populacji ma średnią liczbę genów o pozytywnym wpływie na daną cechę, co odpowiada średniej wartości cechy. Należy jednak dodać, że zmienność cech ilościowych warunkowanych przez poligeny zależy również od wpływu czynników środowiskowych oraz ich interakcji z genotypem.

• Większość cech jest efektem współdziałania genów z różnych loci.

• Najczęstszymi formami współdziałania są dziedziczenie addytywne (sumujące) oraz epistaza.

• Dziedziczenie addytywne (poligenowe) odgrywa kluczową rolę w przypadku dziedziczenia cech produkcyjnych zwierząt (np. mleczność, tempo przyrostu masy ciała, nieśność itp.) oraz wielu często występujących chorób i wad (np. cukrzyca typu 2, otyłość, wnętrostwo, dysplazja stawu biodrowego itp.).

• Epistaza jest często zaangażowana w dziedziczenie umaszczenia.

2.6. Penetracja i ekspresywność genu

Poznanie typu współdziałania alleli danego genu nie zawsze przekłada się na ustalenie jednoznacznej zależności między genotypem i obserwowanym fenotypem, czego przykładem mogą być niektóre cechy lub choroby monogenowe. W klasycznym podejściu odnoszącym się do cechy monogenowej, dziedziczącej się zgodnie z modelem pełnej dominacji, dla której znane są alternatywne allele – dominujący i recesywny, zakłada się ścisły związek między genotypem i fenotypem. Oznacza to, że wszystkie homozygoty dominujące i heterozygoty mają fenotyp odpowiadający allelowi dominującemu, a wszystkie homozygoty recesywne mają fenotyp zależny od allela recesywnego. Taka sytuacja wskazuje, że ma miejsce pełna penetracja i ekspresywność genu. Czasami jednak nie obserwuje się tak jednoznacznej zależności, ma miejsce bowiem niepełna penetracja lub niepełna ekspresywność genu (ryc. 2.5).

Rycina 2.5. Penetracja i ekspresywność allela recesywnego na przykładzie 10 osobników homozygotycznie recesywnych

Penetracja genu wskazuje, jaki procent osobników o danym genotypie ma przewidywany fenotyp. Jeśli zgodność jest pełna, np. wszystkie homozygoty recesywne (aa) mają fenotyp recesywny, to uznaje się, że dany gen (np. recesywny) ma pełną penetrację. Z kolei, gdyby jedynie tylko część homozygot recesywnych (np. 80%) miało fenotyp recesywny, to wskazywałoby to na niepełną (np. 80-procentową) penetrację allela recesywnego. Przykładem takiej sytuacji jest powszechnie występująca u psów mielopatia degeneracyjna, która jest monogenową chorobą. Jest to postępująca choroba neurodegeneracyjna, za której przyczynę uznaje się recesywną mutację genu SOD1, która jednak nie ma pełnej penetracji. Oznacza to, że część psów z niekorzystnym, homozygotycznym genotypem (aa) nie rozwija tej choroby. Innym przykładem niekompletnej penetracji są dominujące mutacje genu BRCA1, które są silnie związane z predyspozycją do powstania nowotworu piersi u kobiet. Szacuje się, że penetracja najsilniej predysponujących mutacji genu BRCA1 nie przekracza 80%.

Ekspresywność genu odnosi się do sytuacji, w której obserwuje się zmienność fenotypu dla danego genotypu. Przykładem może być anemia hemolityczna, monogenowa choroba m.in. kotów, która jest wywołana przez recesywne mutacje genu kodującego enzym kinazę pirogronianową. Niedobór tego enzymu prowadzi do rozpadu erytrocytów. Badania kotów z homozygotycznym genotypem recesywnym (aa) wykazały, że kliniczna manifestacja tej choroby zawiera się w szerokim zakresie, czyli mutacje genu kodującego enzym nie wykazują pełnej ekspresywności.

Odpowiedź na pytanie o mechanizmy odpowiedzialne za opisane powyżej zjawiska nie jest prosta. Można założyć, że nawet w przypadku cech/chorób monogenowych ujawnienie się fenotypu może w jakimś stopniu zależeć od alleli innych genów lub czynników zewnętrznych, które modyfikują ekspresywność genu odpowiedzialnego za daną cechę lub chorobę monogenową.

2.7. Chromosomowa teoria dziedziczności

Badania podziałów jądra komórkowego oraz chromosomów zostały zapoczątkowane w drugiej połowie XIX wieku, a termin „chromosom” został zaproponowany w 1888 roku przez Heinricha von Waldayera. Jednak rola tych struktur została wyjaśniona dopiero na początku XX wieku. Powiązano wówczas obserwacje cytologiczne związane z zachowaniem chromosomów podczas mejozy z procesem dziedziczenia i rekombinacji genów. Pierwszym badaczem zajmującym się tym zagadnieniem był Walter Sutton, który wskazał, że przebieg mejotycznej segregacji chromosomów wyjaśnia segregację genów podczas tworzenia gamet, obserwowanych przez Gregora Mendla. Teorię tę opisał w pracy pt. „The chromosomes in heredity”, która ukazała się w 1903 roku w czasopiśmie Biological Bulletin. Teorię tę rozwinął Thomas Morgan, który zajmował się segregacją różnych mutacji oraz ich mapowaniem w chromosomach muszki owocowej.

Główne tezy chromosomowej teorii dziedziczenia, których głównymi twórcami są W. Sutton i T. Morgan, można wyrazić kilkoma stwierdzeniami:

• geny położone są w chromosomach,

• gen ma stałą lokalizację (l. poj. – locus, l. mn. – loci) w chromosomie,

• geny położone w tym samym chromosomie są ze sobą sprzężone, co oznacza, że allele różnych genów, które są zlokalizowane w tym samym chromosomie, wykazują tendencję do łącznego (sprzężonego) przechodzenia do gamet, czyli dziedziczenia się,

• między sprzężonymi genami może dojść do crossing over, czyli wymiany fragmentów chromatyd niesiostrzanych, czyli pochodzących z dwóch chromosomów homologicznych (chromatydy tego samego chromosomu określane są jako chromatydy siostrzane),

• loci genów są ułożone liniowo w chromosomie, co pozwala na ustalenie dzielącej je odległości na podstawie częstości zachodzenia crossing over między nimi a jednostką odległości jest 1% crossing over (obecnie nazywany 1 centymorganem, 1 cM), która wskazuje, że między dwoma loci crossing over zachodzi z częstością jeden raz na 100 podziałów mejotycznych,

• geny położone w chromosomie X gatunków, w których determinacja płci jest związana z układem chromosomów płci X oraz Y (m.in. ssaki i muszka owocowa) – XX (samica) lub XY (samiec), są sprzężone z płcią.

Przedstawione powyżej tezy mają swoje odzwierciedlenie w przebiegu pierwszego podziału mejotycznego, a w szczególności pachytenu profazy I, kiedy zachodzi crossing over, oraz anafazy I, podczas której dochodzi do segregacji chromosomów homologicznych tworzących biwalenty.

2.8. Chromosom i kariotyp

Podziały jądra komórkowego zostały opisane w drugiej połowie XIX wieku, zanim zaproponowano w 1888 roku termin „chromosom”. Pierwsze opisy mitozy zaprezentował Walther Flemming w 1882 roku w opracowaniu pt. „Zellsubstanz, Kern und Zelltheilung” (tłumaczenie: „Substancja komórkowa, jądro i podział komórki”). Z kolei pierwsze opisy mejozy pochodzą z 1883 roku i są autorstwa Edouarda van Benedena. Badania chromosomów zapoczątkował Thomas Morgan, a pojęcie kariotypu związane jest z umiejętnością identyfikacji chromosomów homologicznych oraz rozwojem diagnostyki cytogenetycznej. Pierwszy wzorzec kariotypu człowieka został uzgodniony w 1960 roku.

Chromosom

Chromosom jest strukturą nukleoproteinową, czyli zbudowaną z jednej liniowej cząsteczki DNA oraz białek histonowych i niehistonowych. Chromosom występujący w jądrze komórkowym jest jednochromatydowy, silnie zdekondensowany i zajmuje tzw. terytorium chromosomowe. Po zajściu procesu replikacji DNA chromosom jest zbudowany z dwóch identycznych chromatyd, nazywanych chromatydami siostrzanymi. Zakończenie procesu replikacji DNA prowadzi do podjęcia przez komórkę podziału jej jądra.

W badaniach cytogenetycznych, w tym na potrzeby diagnostyki nieprawidłowości chromosomowych, najczęściej analizowane są chromosomy w stadium metafazy mitozy (chromosomy metafazowe), kiedy są one najsilniej skondensowane i zbudowane z dwóch chromatyd siostrzanych. Chromosomy w tym stadium podziałowym są rozproszone na obszarze całej komórki, ponieważ pod koniec poprzedzającej profazy zanika błona jądrowa.

Opis morfologii chromosomu metafazowego uwzględnia następujące cechy:

• przewężenie pierwotne, czyli centromer,

• obecność ramienia krótkiego – p oraz ramienia długiego – q,

• przewężenie wtórne, czyli obszar jąderkotwórczy obecny tylko w niektórych chromosomach, i 

• telomery, występujące na końcach każdej chromatydy (ryc. 2.6).

Rycina 2.6. Morfologia chromosomu w stadium metafazy mitotycznej

Centromer zbudowany jest z powtarzalnych, niekodujących, długich sekwencji DNA. Do centromeru przyłączają się białka tworzące kinetochor, który jest strukturą zaangażowaną w segregacje chromosomów podczas anafazy mitotycznej oraz anafaz mejotycznych. Z kolei telomery zawierają liczne niekodujące powtórzenia 6-nukleotydowe (5´-TTAGGG-3´), które podlegają sukcesywnemu skracaniu w kolejnych cyklach replikacyjnych. Obszar jąderkotwórczy (ang. nucleolar organizer region, NOR) zawiera liczne powtórzenia sekwencji kodującej 3 cząsteczki rybosomalnego RNA (rRNA) o wielkościach wyrażonych tzw. stałą sedymentacji: 28S, 18S i 5,8S. Cząsteczki te wchodzą w skład rybosomu. Czwarta cząsteczka rRNA, o stałej sedymentacji wynoszącej 5S, kodowana jest przez gen położony poza obszarem NOR.

Położenie centromeru jest kryterium rozróżniania czterech typów morfologicznych chromosomu (ryc. 2.7). Centromer dzieli chromosom na dwa ramiona – długie (q) i krótkie (p) i na tej podstawie ustalono cztery przedziały wartości stosunku długości ramienia długiego do krótkiego (q/p):

• (1,0–1,7) – chromosom metacentryczny,

• (1,71–3,0) – chromosom submetacentryczny,

• (3,01–7,0) – chromosom subtelocentryczny,

• (7,01–∞) – chromosom akrocentryczny.

Rycina 2.7. Typy morfologiczne chromosomów, wyróżnione w oparciu o stosunek długości ramienia długiego do krótkiego: M – metacentryczny, SM – submetacentryczny, ST – subtelocentryczny i A – akrocentryczny

Dodatkową klasyfikacją morfologiczną jest podział chromosomów na chromosomy dwu- i jednoramienne. Do pierwszej grupy zaliczane są chromosomy meta-, submeta- i subtelocentryczne. Natomiast chromosomy akrocentryczne są uznawane za chromosomy jednoramienne, chociaż posiadają bardzo krótkie ramię p, w którym są obecne m.in. sekwencje telomerowe.

Wewnętrzna organizacja cząsteczki DNA w obrębie chromatydy powstaje przy pomocy białek histonowych i niehistonowych. Cztery białka histonowe (H2A, H2B, H3 i H4) tworzą rdzeń podstawowej jednostki strukturalnej chromosomu – oktamer histonowy, który jest zbudowany z ośmiu cząsteczek ww. białek, po dwa każdego rodzaju. Na oktamer histonowy nawinięta jest cząsteczka DNA (dwa zwoje) o długości ok. 146 par zasad (pz) i w ten sposób powstaje nukleosom. Między nukleosomami są krótkie (ok. 50 pz) fragmenty DNA. Nić DNA z nukleosomami podlega spiralnemu zwinięciu, stabilizowanemu przy pomocy cząsteczek histonu H1, czego efektem jest uformowanie solenoidu, który tworzy domeny pętlowe zakotwiczone w szkielecie chromatydy zbudowanym z białek niehistonowych. Ta wieloetapowa kondensacja sprawia, że długość chromatydy w chromosomie metafazowym jest ok. 10 tys. razy krótsza niż długość zawartej w niej cząsteczki DNA (ryc. 2.8).

Rycina 2.8. Wewnętrzna organizacja cząsteczki DNA w chromosomie metafazowym

• Thomas Morgan jest głównym twórcą chromosomowej teorii dziedziczenia, która wskazuje, że loci genów są ułożone liniowo w chromosomach.

• Sprzężenie genów może być rozerwane przez crossing over.

• Częstość zachodzenia crossing over między dwoma loci pozwala na ustalenie odległości względnej między nimi.

• Cząsteczka DNA w chromosomie metafazowym zorganizowana jest przy pomocy trzech struktur (nukleosom, solenoid i domena pętlowa) tworzących chromatydę.

Kariotypy wybranych gatunków zwierząt

W komórkach somatycznych występuje diploidalna liczba chromosomów (2n), która jest ustalana w zygocie i składa się z dwóch haploidalnych zestawów chromosomów (n) pochodzących od gamet uczestniczących w powstaniu zygoty. Sprawia to, że zestaw chromosomów występujący w komórce somatycznej można uporządkować w pary chromosomów homologicznych, w których jeden chromosom pochodzi od ojca, a drugi od matki. Każdy gatunek posiada charakterystyczną diploidalną liczbę chromosomów, którą można uporządkować w pary homologiczne, charakteryzujące się taką samą wielkością, morfologią i wzorem prążkowym (patrz rozdz. 3). Wyjątkiem jest para chromosomów płci, chromosom X jest bowiem ok. 3–4 razy dłuższy niż chromosom Y. Chromosomy X oraz Y wywodzą się ewolucyjnie z pary autosomalnych chromosomów homologicznych, czego pozostałością jest występowanie obszaru pseudoautosomalnego (ang. pseudoautosomal region, PAR) w obu chromosomach, na końcu ramion krótkich lub długich. W regionach tych została zachowana homologia między chromosomem X i chromosomem Y. Długość segmentu PAR jest zróżnicowana u ssaków i mieści się w dość szerokim zakresie, przykładowo u konia jest to 1,8 Mpz, a u świni – 9,9 Mpz (ryc. 2.9). Również liczba loci genów obecna w PAR różnych gatunków jest zróżnicowana.

Rycina 2.9. Lokalizacja i wielkość regionu pseudoautosomalnego (PAR), oznaczony ciemnym kolorem na końcu ramienia długiego lub krókiego, w chromosomach X i Y wybranych gatunków zwierząt

Na podkreślenie zasługuje wyróżniający się zestaw chromosomów ptaków, w tym ptaków gospodarskich, w którym występuje mała liczba dużych chromosomów (makrochromosomy) i duża liczba małych chromosomów (mikrochromosomy), dla których ustalenie morfologii nie jest możliwe. Przykładowo diploidalna liczba chromosomów kury wynosi 78, a wśród nich jest 8 dużych par autosomów, duża para chromosomów płci (Z oraz W) oraz 30 par mikrochromosomów. W parze chromosomów płci, podobnie jak u ssaków, również obserwuje się różnicę ich wielkości – chromosom Z jest ok. 2 razy dłuższy niż chromosom W.

Wybrane informacje o chromosomach niektórych gatunków zwierząt zestawiono w tabeli 2.1. Z kolei ryciny 2.10–2.14 przedstawiają chromosomy w stadium metafazy mitotycznej pięciu gatunków ssaków: bydło, świnia, koń, pies i kot.

Tabela 2.1. Ogólna charakterystyka zestawów chromosomowych wybranych gatunków ssaków

Gatunek

2n

Morfologia autosomów*

Morfologia chromosomów płci*

X

Y

Bydło

60

JR – wszystkie pary

DR

JR

Świnia

38

DR – 11 par, JR – 6 par

DR

DR

Koń

64

DR – 13 par, JR – 18 par

DR

JR

Owca

54

DR – 3 pary

JR

DR

Koza

60

JR – wszystkie pary

JR

DR

Pies

78

JR – wszystkie pary

DR

DR

Kot

38

DR – 16 par, JR – 2 pary

DR

DR

*DR – chromosom dwuramienny (meta-, submeta- lub subtelocentryczny), JR – chromosom jednoramienny (akrocentryczny)

Rycina 2.10. Chromosomy buhaja (60,XY) w stadium metafazy mitotycznej. Strzałkami wskazane są chromosomy płci – X – to duży submetacentryk, a Y to mały metacentryk

Rycina 2.11. Chromosomy knura (38,XY) w stadium metafazy mitotycznej, barwione odczynnikiem Giemsy. Strzałką wskazany jest chromosom Y. Chromosom X przy tym barwieniu jest nieodróżnialny od dużych autosomów

Rycina 2.12. Chromosomy klaczy (64,XX) barwione odczynnikiem Giemsy. Chromosom X jest nieodróżnialny od dużych autosomów

Rycina 2.13. Chromosomy samca psa (78,XY) w stadium metafazy mitotycznej. Strzałkami wskazane są chromosomy płci: X – duży submetacentryk, Y – mały metacentryk

Rycina 2.14. Chromosomy kocura (38,XY) barwione odczynnikiem Giemsy. Chromosom X jest nieodróżnialny od dużych autosomów, a chromosom Y to jeden z trzech najmniejszych metacentryków

Identyfikacja par homologicznych pozwala na ich uporządkowane zestawienie, które określane jest terminem „kariotyp” (kariogram). Dla poszczególnych gatunków wypracowano wzorce kariotypów, w których poszczególnym parom przypisano numer kolejny oraz ponumerowano regiony i prążki identyfikowane przy pomocy barwień prążkowych (patrz rozdz. 3). Wzorce kariotypów były uzgadniane przez cytogenetyków specjalizujących się w badaniach chromosomów danego gatunku i następnie publikowane w międzynarodowych czasopismach cytogenetycznych lub genetycznych (tab. 2.2).

W oparciu o wzory prążkowe chromosomów opracowana została również ich graficzna reprezentacja w kariotypie, określana terminem „idiogram”, w którym są zaznaczone i ponumerowane regiony oraz prążki (ryc. 2.15). Narzędzie to jest bardzo przydatne do identyfikacji i opisu mutacji chromosomowych.

Rycina 2.15. Idiogram chromosomu nr 1 świni reprezentujący układ prążków G. Regiony w ramieniu p oraz q są zaznaczone po lewej stronie, a numeracja prążków w obrębie regionów znajduje się po prawej stronie. Strzałki wskazują sposób opisu danego prążka. W opisie umieszczony jest: numer chromosomu (chromosom nr 1), ramię chromosomu (p lub q), numer regionu (1 lub 2) oraz numer prążka w obrębie regionu

Wzorce kariotypów są kluczowym narzędziem wykorzystywanym w opisie nieprawidłowości chromosomowych. Przykładem może być postępowanie po wykryciu u chłopca obecności 47 chromosomów, zamiast prawidłowej liczby – 46. Prawidłowa diagnoza takiego przypadku wymaga ułożenia kariotypu pacjenta i porównania go ze wzorcem kariotypu człowieka. Porównanie takie pozwala na identyfikację dodatkowego chromosomu. Przykładowo może to być dodatkowy chromosom nr 21 (trisomia 21 odpowiedzialna za zespół Downa) lub dodatkowy chromosom X (układ XXY, odpowiedzialny za zespół Klinefeltera).

Tabela 2.2. Wykaz opublikowanych wzorców kariotypu wybranych gatunków zwierząt

Gatunek

Czasopismo oraz tom, strony i rok opublikowania

Bydło, owca, koza

Cytogenetics and Cell Genetics 92: 283–299, 2001

Świnia

Hereditas 109: 151–157, 1988

Koń

Chromosome Research 5: 433–443, 1997

Pies

Chromosome Research 4: 306–309, 1996

Chromosome Research 7: 401–406, 1999

Kot

Hereditas 92: 145–162, 1980

Kura

Cytogenetic and Genome Research 86: 271–276, 1999

• Diploidalna liczba chromosomów ssaków głównych gatunków zwierząt gospodarskich i towarzyszących zawiera się w granicach od 38 (świnia i kot) do 78 (pies, kura).

• Charakterystyczną cechą zestawu chromosomowego ptaków są mikrochromosomy.

• Chromosomy X oraz Y zachowały homologię w obszarze pseudoautosomalnym.

• Kariotyp to uporządkowany w pary chromosomów homologicznych zestaw chromosomów występujących w jądrze komórki somatycznej.

• Wzorzec kariotypu danego gatunku jest kluczowym narzędziem diagnostyki cytogenetycznej pozwalającym na identyfikację mutacji chromosomowych.

2.9. Podziały jądra komórkowego

Mitoza

Mitoza jest procesem prowadzącym do powstania dwóch jąder potomnych i w ślad za tym dwóch komórek potomnych o takim samym wyposażeniu genetycznym (genotypie). W procesie tym wyróżnia się cztery fazy: profazę, metafazę, anafazę i telofazę (ryc. 2.16). Podział mitotyczny jest zawsze poprzedzony replikacją DNA, zachodzącą podczas fazy S cyklu życiowego komórki. Chromosomy w profazie mitotycznej składają się z dwóch siostrzanych chromatyd przylegających do siebie dzięki obecności specyficznych białek – kohezyn. Przyleganie chromatyd sprawia pozorne wrażenie, że chromosomy składają się z jednej chromatydy. Po przejściu do metafazy chromatydy siostrzane są ze sobą połączone tylko w obrębie centromeru i wówczas podwójna struktura chromosomu jest już wyraźnie widoczna. Pod koniec metafazy do białek przylegających do centromeru, które tworzą kinetochor, przyłączają się z obu stron włókna wrzeciona podziałowego, w których powstanie zaangażowane są centriole – organelle komórkowe występujące na przeciwległych biegunach komórki. Podczas anafazy kurczące się włókna przemieszczają chromatydy siostrzane do przeciwległych biegunów komórki. Po osiągnięciu biegunów dochodzi do dekondensacji chromosomów i odbudowy błony jądrowej podczas telofazy.

Rycina 2.16. Schemat przebiegu podziału mitotycznego

Efektem mitozy jest powstanie dwóch komórek potomnych z taką samą diploidalną liczbą chromosomów (2n) oraz taką samą sekwencją nukleotydów (nt) w chromosomach, jak w komórce macierzystej. Należy zauważyć, że podczas mitozy dochodzi do zaniku błony jądrowej podczas profazy, a jej odbudowa ma miejsce w telofazie.

Podjęcie przez komórkę podziału mitotycznego wymaga przejścia z fazy G1, w której komórka wypełnia swoje funkcje biologiczne do fazy S, w której ma miejsce replikacja DNA. Efektem replikacji DNA jest pojawienie się chromosomów zbudowanych z dwóch identycznych (siostrzanych) chromatyd, a każda z nich zbudowana jest z jednej ciągłej, podwójnej helisy DNA. Po fazie S następuje krótka faza G2, która bezpośrednio poprzedza mitozę. Należy podkreślić, że chromosomy podczas interfazy, obejmującej fazy G1, S i G2 występują w postaci zdekondensowanej z zachowaniem struktury nukleosomowej i tworzą tzw. terytoria chromosomowe. W fazie G1 chromosomy zbudowane są z jednej chromatydy, a począwszy od końca fazy S, posiadają dwie siostrzane chromatydy, które są dobrze widoczne w mikroskopie podczas metafazy podziału mitotycznego, a podczas anafazy dochodzi do ich symetrycznego rozdzielenia do biegunów dzielącej się komórki (ryc. 2.17).

Rycina 2.17. Chromosomy i terytoria chromosomowe w cyklu życiowym komórki podlegającej podziałowi mitotycznemu. Diploidalna liczba chromosomów (2n) nie ulega zmianie, ale zmienna jest zawartość DNA (2C lub 4C). W fazie G1 (2C) terytorium chromosomowe zbudowane jest z jednej chromatydy, w fazie S w efekcie replikacji DNA powstają dwie identyczne (siostrzane) chromatydy i dzięki temu w fazie G2 każdy chromosom zbudowany jest z dwóch chromatyd siostrzanych (4C). A – anafaza, M – metafaza, P – profaza i T – telofaza

Mejoza

Podział mejotyczny jest nierozłącznie związany z procesem powstawania gamet (gametogeneza) i dlatego zachodzi wyłącznie w gonadach. Na podział ten składają się dwa podziały: mejoza I i mejoza II (ryc. 2.18). W mejozie I szczególnie rozbudowana jest profaza I, na którą składa się pięć stadiów: leptoten, zygoten, pachyten, diploten i diakineza. W zygotenie powstają kompleksy synaptonemalne, które są białkowymi strukturami spajającymi chromosomy homologiczne na całej długości, co prowadzi do powstania biwalentów. Kompleks synaptonemalny jest zbudowany z wielu białek, które tworzą następujące struktury:

Rycina 2.18. Schemat przebiegu podziału mejotycznego

• dwa elementy boczne (lateralne), które przylegają do szkieletu białkowego koniugujących chromosomów,

• zazębiające się elementy poprzeczne, które w obrazie mikroskopowym tworzą element centralny, oraz

• ciałka rekombinacyjne (ryc. 2.19).

Rycina 2.19. Schemat organizacji kompleksu synaptonemalnego

Wyróżnia się dwie kategorie ciałek rekombinacyjnych – wczesne i późne. Zadaniem wczesnych ciałek rekombinacyjnych jest rozpoznanie homologicznych miejsc w koniugujących chromosomach. Niektóre z nich przekształcają się w późne ciałka rekombinacyjne, które odpowiadają za przeprowadzenie crossing over, czyli wymianę fragmentów chromatyd niesiostrzanych. Późne ciałko rekombinacyjne to zespół białek enzymatycznych odpowiedzialnych za przeprowadzenie precyzyjnej (równoważnej) wymiany fragmentów chromatyd niesiostrzanych. Proces ten opisuje model Hollidaya, w którym kluczową rolę odgrywa powstanie węzła między chromatydami niesiostrzanymi, w oparciu o komplementarność nukleotydów, co gwarantuje równoważność wymiany (ryc. 2.20).

Rycina 2.20. Schemat powstawania węzła Hollidaya umożliwiającego zajście crossing over

W strukturach kompleksu synaptonemalnego zidentyfikowano szereg białek obecnych tylko w komórkach mejotycznych podczas profazy I, takich jak: SYCP2 i SYCP3 w elementach bocznych; SYCE1, SYCE2 i SYCE3 w elemencie centralnym oraz SYCP1 w filamentach poprzecznych. Z kolei w ciałkach rekombinacyjnych obecne są białka, które zaangażowane są również w naprawę uszkodzeń DNA, głównie w ramach systemu naprawy nieprawidłowo (niekomplementarnie) sparowanych nukleotydów (ang. mismatch repair, MMR). Są to m.in. białka MLH1, MSH4 i MSH5. Geny kodujące białka zaangażowane w mechanizm MMR podlegają ekspresji także w innych komórkach i pełnią ważną funkcję genów supresorowych, czyli takich, które zapobiegają transformacji nowotworowej. Mutacje tych genów związane są z uruchomieniem procesu transformacji. Przykładowo mutacje genu MLH1 są przyczyną dziedzicznego zespołu Lyncha u ludzi, który manifestuje się rozwojem niepolipowatych nowotworów jelita grubego.

Podczas pachytenu dochodzi do co najmniej jednego crossing over w obrębie każdego biwalentu (liczba ta zazwyczaj nie przekracza czterech), a ich liczba zależy od długości chromosomów tworzących biwalent. Podkreślić należy, że crossing over jest również obligatoryjnym zdarzeniem w biwalencie X-Y (w regionie PAR) w komórkach płciowych samca ssaków.

W diplotenie zanika kompleks synaptonemalny, poza miejscami, w których zaszło crossing over. Miejsca te, nazywane chiazmami, utrzymują strukturę biwalentów w diakinezie i metafazie I. Anafaza I rozpoczyna się z chwilą, kiedy nastąpi zanik chiazm, nazywany ich terminalizacją. Podczas anafazy I dwuchromatydowe chromosomy rozchodzą się do przeciwległych biegunów komórki, co prowadzi do redukcji liczby chromosomów do wartości 1n. Pomiędzy mejozą I i mejozą II nie dochodzi do replikacji DNA, a przebieg mejozy II jest zgodny ze schematem typowym dla mitozy, z tą różnicą, że bierze w nim udział haploidalna liczba chromosomów. Po zakończeniu mejozy II w komórkach płciowych występuje haploidalna liczba jednochromatydowych chromosomów (1n oraz 1C).

Mejoza jest podziałem, który prowadzi do powstania komórek charakteryzujących się trzema wyjątkowymi właściwościami:

• komórki posiadają haploidalną liczbę chromosomów (n), co jest efektem segregacji chromosomów homologicznych w anafazie I,

• ilość DNA w komórkach jest zmniejszona do poziomu 1C (haploidalny zestaw jednochromatydowych chromosomów), co jest skutkiem segregacji chromosomów homologicznych podczas anafazy I oraz braku replikacji DNA przed mejozą II, oraz

• w komórkach powstają unikalne kombinacje alleli reprezentujących wszystkie loci, co jest związane z procesem rekombinacji genetycznej.

Rekombinacja genetyczna jest procesem, w którym na bazie genotypu osobnika produkującego gamety powstają niepowtarzalne kombinacje alleli w gametach dzięki trzem procesom:

• crossing over – rekombinacja w ścisłym znaczeniu,

• losowej segregacji chromosomów homologicznych (pochodzących od matki i ojca tego osobnika) podczas anafazy I oraz

• losowej segregacji chromosomów siostrzanych (zrekombinowanych i niezrekombinownych w wyniku crossing over) podczas anafazy II. Rekombinację związaną z losową segregacją chromosomów homologicznych lub siostrzanych określa się jako rekombinację w szerokim znaczeniu (ryc. 2.21).

Rycina 2.21. Etapy rekombinacji genetycznej podczas mejozy: crossing over (profaza I), segregacja chromosomów homologicznych (anafaza I) oraz segregacja chromatyd (anafaza II)

2.10. Sprzężenie genów i sprzężenie z płcią

Niezależne dziedziczenie cech opisane w drugim prawie Gregora Mendla dotyczy sytuacji, gdy loci genów warunkujących daną cechę zlokalizowane są w różnych chromosomach. W przypadku, gdy loci genów znajdują się w tym samym chromosomie, to dochodzi do dziedziczenia zależnego, czyli sprzężenia genów. Oznacza to tendencję do przekazywania potomstwu kombinacji sprzężonych alleli obecnych w genotypie rodziców. Sprzężenie może być rozerwane (zniesione) przez zajście crossing over między sprzężonymi loci. Siła sprzężenia dwóch loci zależy od ich położenia w chromosomie. Niewielka odległość oznacza silne sprzężenie, czyli małe prawdopodobieństwo wystąpienia crossing over między nimi. Z kolei duża odległość (np. położenie loci sprzężonych genów blisko przeciwległych końców chromosomu) powoduje, że dziedziczą się one praktycznie zgodnie z modelem niezależnej segregacji, ze względu na to, że między nimi będzie zawsze dochodziło do crossing over.

Poniżej przedstawione są scenariusze dziedziczenia dla trzech możliwych sytuacji, jakie mogą wystąpić u osobników z genotypem podwójnie heterozygotycznym (AaBb):

• loci A i B znajdują się w różnych chromosomach, co oznacza dziedziczenie niezależne (brak sprzężenia). Osobnik taki produkuje z taką samą częstością cztery rodzaje gamet: AB, Ab, aB i ab,

• loci A i B są zlokalizowane w tym samym chromosomie (sprzężenie genów), przy czym dwa warianty dominujące (A oraz B) są w jednym chromosomie, a warianty recesywne (a oraz b) w drugim chromosomie homologicznym. Taki układ nazywany jest fazą cis (przyciąganie). W gametach będą przeważały kombinacje AB oraz ab, które określamy jako kombinacje rodzicielskie, bo występowały w genotypie rodziców. Udział gamet, które powstały w wyniku crossing over (Ab oraz aB), określane jako układy zrekombinowane, zależy od prawdopodobieństwa wystąpienia crossing over między nimi, które jest proporcjonalne do odległości między sprzężonymi loci,

• loci A i B są zlokalizowane w tym samym chromosomie, ale sprzężone warianty genowe występują w fazie trans (odpychanie), czyli Ab w jednym chromosomie oraz aB w drugim chromosomie homologicznym. W takiej sytuacji osobnik będzie produkował przede wszystkim gamety o układzie rodzicielskim (Ab oraz aB), a udział gamet z układem zrekombinowanym (AB oraz ab) będzie zależał, podobnie jak w przypadku fazy cis, od odległości między sprzężonymi loci.

W analizie sprzężeń odległość między sprzężonymi loci wyraża się jako częstość zachodzenia crossing over między nimi a jednostką odległości jest 1 centymorgan (1 cM). Jednostka ta oznacza, że między dwoma loci dochodzi do crossing over jeden raz na 100 podziałów mejotycznych. Nazwa tej jednostki nawiązuje do nazwiska Thomasa Morgana – głównego twórcy chromosomowej teorii dziedziczenia. Odległość względna, jaką jest częstość zachodzenia crossing over między danymi sprzężonymi loci, jest w zasadzie stała w danym gatunku.

Szczególnym przykładem sprzężenia jest występowanie loci w chromosomie X (ssaki) lub Z (ptaki). Gen, którego locus występuje w takim chromosomie, określany jest jako sprzężony z płcią. Z kolei loci położone w chromosomie Y określane są jako dziedziczące się holandrycznie (dziedziczą te geny tylko synowie od swoich ojców).

Osobnik płci homogametycznej (XX samica ssaków lub ZZ samiec ptaków) posiadają pary alleli analogicznie jak w przypadku loci autosomalnych. Z kolei osobnik płci heterogametycznej (XY samiec ssaków lub ZW samica ptaków) posiada tylko jeden allel w takim locus, nie wliczając w to loci położonych w obszarze pseudoautosomalnym. Genotypy genów sprzężonych z płcią u osobników heterogametycznych, czyli produkujących dwa rodzaje gamet (np. z chromosomem X lub chromosomem Y), określane są jako hemizygotyczne, np. XAY (ssaki) lub ZbW (ptaki).

Klasycznym przykładem genów sprzężonych z płcią są geny kodujące czynnik VIII oraz czynnik IX krzepnięcia krwi, których mutacje wywołują odpowiednio hemofilię typu A oraz typu B ssaków. Przykładowo, jeśli symbolem H oznaczony jest prawidłowy gen czynnika VIII, a jego zmutowany wariant symbolem h, to u osobników żeńskich występują trzy możliwe genotypy XHXH, XHXh lub XhXh (osobnik chory), a u osobników męskich tylko dwa: XHY lub XhY (osobnik chory). Wynika z tego, że w potomstwie zdrowej nosicielki (XHXh) i zdrowego ojca (XHY) połowa synów będzie obciążona chorobą, a połowa córek to zdrowe nosicielki genu odpowiedzialnego za hemofilię. Choroba ta jest znacznie rzadsza u osobników żeńskich, bo może się pojawić jedynie w potomstwie chorego ojca (XhY) i zdrowej nosicielki (XHXh). Poniżej przedstawione są dwa schematy dziedziczenia, które prowadzą do pojawienia się w potomstwie chorych osobników.

Rodzice: XHXh (nosicielka) * XHY

Gamety: XH Xh XH Y

F1: XHXH XHY XHXh (nosicielka) XhY (chory)

Rodzice: XHXh (nosicielka) * XhY (chory)

Gamety: XH Xh Xh Y

F1: XHXh (nosicielka) XHY XhXh (chora) XhY (chory)

Hemofilia u ludzi była nazywana chorobą „błękitnej krwi”, ponieważ cierpiało na nią wielu męskich potomków królewskich rodów. Pierwszym opisanym przypadkiem nosicielki zmutowanego genu była brytyjska królowa Wiktoria. Jej córki wprowadziły ten gen do wielu rodzin europejskich, a najbardziej znanym chorym mężczyzną był Aleksy Romanow, syn cara Rosji Aleksandra.

Bardzo ciekawym przykładem genu sprzężonego z płcią jest gen rudego umaszczenia kotów, który ma dwa allele O – rude umaszczenie oraz o – brak rudego umaszczenia. Jednolite rude umaszczenie pojawia się u homozygotycznych samic (XOXO) oraz samców (XOY), natomiast układ heterozygotyczny u samic (XOXo) odpowiada za trójkolorowe (szylkretowe) umaszczenie. Jest to związane ze zjawiskiem losowej inaktywacji jednego z chromosomów X samic ssaków (patrz rozdz. 5).

• Podziały jądra komórkowego (mitoza i mejoza) występują jedynie u organizmów eukariotycznych.

• Efektem podziału mitotycznego są dwie komórki o identycznym wyposażeniu genetycznym (ta sama liczba i morfologia chromosomów oraz ten sam genotyp).

• Mejoza wyróżnia się trzema unikalnymi cechami: redukcją liczby chromosomów (anafaza I), brakiem replikacji DNA między I i II podziałem mejotycznym oraz powstaniem zrekombinowanych układów alleli w gametach.

• Sprzężenie genów może być rozerwane podczas pachytenu profazy I poprzez zajście crossing over między sprzężonymi loci.